Informace

Z jakých rostlin se nejlépe pěstují kvasinky?


Vím, že pěstováním kvasnic z brambor se získají dobré pivovarské kvasnice a že z forem pšenice jsou dobré kvasnice do pečiva; Neviděl jsem mnoho informací o jiných užitečných kulturách rostlinných kvasinek. Jaké jsou některé další rostliny, které nabízejí potenciálně užitečné kvasinkové kultury?

*edit: opraveno moje chyba v myšlení, že kvasinky byly produkovány rostlinami kvůli dané odpovědi


Kvasinky kolonizují povrch mnoha rostlin - jsou například typickou součástí normální povrchové flóry (mikrobiomu) ovoce, jako jsou hrozny1 a hrušky2.

Jak vidíte z druhé reference, kvasinky mohou konkurovat jiným mikroorganismům, aby zpozdily hnilobu ovoce.

Také by vás mohla zajímat sekce „Použití“ článku wikipedie o kvasnicích a tohoto článku o výrobě vína.

Reference:

1: Zahavi, T., Droby, S., Cohen, L., Weiss, B., & Ben-Arie, R. (2002). Charakterizace kvasinkové flóry na povrchu bobulí hroznů v Izraeli. VITIS-GEILWEILERHOF-, 41 (4), 203-208.

2: Benbow, J. M., & Sugar, D. (1999). Kolonizace povrchu ovoce a biologická kontrola posklizňových chorob hrušek předsklizňovými kvasinkovými aplikacemi. Plant Disease, 83 (9), 839-844.

* Pučící kvasinky, označované také jako pravé kvasinky, spadají pod kmen Phylum Acomycota a v řádu Saccharomycetales

Kvasinky jsou velmi rozmanité (více než 1 500 druhů), přičemž většina tvoří kmen Ascomycota, zatímco jen málo z nich je klasifikováno jako Basidiomycota. Buňky kvasinek se množí pučením nebo binárním štěpením, což jsou oba způsoby nepohlavní reprodukce (Horst, 2010).

Pučící - Nová kvasinková buňka se vytvoří dělením mitotických buněk a zůstane uchycena jako pupen na staré buňce, dokud se nerozdělí a nestane se nezávislou. Zde rodičovská buňka produkuje růst, který se nakonec rozdělí, aby se stal nezávislou identickou buňkou jako rodičovská buňka.

Binární dělení - Při binárním štěpení nevzniká žádný výrůstek (pupen). Pomocí mitózy se genom replikuje a dělí, následuje vytvoření nové plazmatické membrány a nakonec se buňka rozdělí na dvě a vytvoří dvě nové buňky z rodičovské buňky.

* Některé houby označované jako dimorfní mají tendenci se střídat mezi kvasinkovou a hyfální fází, což znamená, že mohou růst také jako hyfy (jako vlákna)


Podle nové studie se 6 rostlinných extraktů páruje a zpomaluje stárnutí kvasinek - a možná i lidí

Nebylo by úžasné, kdybychom se všichni dožili vysokého věku bez běžných nemocí, jako je artritida, cukrovka, srdeční choroby, Parkinsonova nebo Alzheimerova choroba?

Na misi zpomalit nástup poruch souvisejících s věkem výzkumník společnosti Concordia nedávno objevil 21 rostlinných extraktů, které zpomalují stárnutí kvasinek účinněji než jakákoli známá chemická molekula. Kvasinky mají podobný proces buněčného stárnutí jako lidé, takže je to nejlepší buněčný model k pochopení toho, jak proces proti stárnutí probíhá.

Nyní, navazující na svůj předchozí výzkum, Vladimir Titorenko, profesor biologie na Filozofické a Přírodovědecké fakultě, zjistil, že když se šest těchto věkově zdržujících rostlinných výtažků spojí do určitých párů, navzájem výrazně zesílí jejich účinnost.

Jeho zjištění byla nedávno zveřejněna v Oncotarget v článku, jehož spoluautorem jsou Titorenko a biotechnologická společnost Idunn Technologies se sídlem v Quebecu. Na studiích se podílel i TransBIOTech na CEGEP de Lévis-Lauzon.

"Máme důvod očekávat, že některé z těchto rostlinných extraktů a jejich kombinací - všechny jsou klasifikovány Health Canada jako bezpečné pro lidskou spotřebu - mohou oddálit nástup a progresi nemocí způsobených stárnutím člověka," říká Titorenko, jehož práce se věnuje zkoumat molekulární mechanismy, pomocí kterých mutace, diety a přírodní chemikálie zpomalují stárnutí buněk.

"Pokud je naše očekávání správné, mohlo by to mít hluboký dopad."

Vladimir Titorenko, profesor biologie na Filozofické a Přírodovědecké fakultě.

Studie kvasinek: vrbová kůra, gingko biloba a další

Titorenkův tým pracuje s rostlinnými extrakty (PE) používanými v tradiční čínské medicíně. Šest PE vybraných pro studii bylo PE 4 (Cimicifuga racemosa), PE 5 (Valeriana officinalis L..), PE 6 (Passiflora incarnata L..), PE 8 (Ginkgo biloba), PE 12 (Apium graveolens L.) a PE 21 (kůra Salix alba, nebo vrbová kůra). 15 dalších párů bude testováno v pozdější studii.

Nová studie proof-of-concept testovala 27 možných párových kombinací těchto šesti PE, stejně jako jednoho PE smíchaného se spermidinem a resveratrolem. Vědci zaznamenali jejich vliv na životnost pučících kvasinek.

"Synergický účinek na rozsah zpoždění stárnutí jsme zaznamenali pouze tehdy, když se každá ze dvou složek kombinace zaměřuje na jinou složku signalizační sítě regulace dlouhověkosti u pučících kvasinek," vysvětluje Titorenko.

Po prokázání své hypotézy doufá, že bude pokračovat ve výzkumu a testuje zbývajících 15 PE, které nebyly v této nejnovější studii zkoumány.

"Také ve spolupráci s ostatními v současné době testujeme, zda některý z těchto rostlinných extraktů a jejich kombinací může mít v kulturních lidských buňkách a na myších modelech obezity a předčasného stárnutí účinky zpomalující stárnutí a zlepšující hojení," říká Titorenko. "Toto je první krok k posouzení, zda některý z těchto rostlinných extraktů a jejich kombinací může oddálit nástup a progresi chorob spojených se stárnutím člověka."

Společnost Concordia nedávno podepsala dohodu o duševním vlastnictví se spolupracovníky studie, společnostmi Idunn Technologies a TransBIOTech. Éric Simard, spoluautor článku, který je generálním ředitelem společnosti Idunn Technologies a autorem nové knihy o zdravé dlouhověkosti, vysvětluje, že tyto PE zpomalující stárnutí působí jako mimetika kalorických restrikcí, která oslabují primární cestu stárnutí.

Idunn Technologies má více než 1 200 prodejních míst, včetně Jean Coutu, Uniprix, Brunet, Proxim a Familiprix pro své produkty zdravého stárnutí Vitoli, které obsahují několik rostlinných výtažků zpomalujících stárnutí objevených ve spolupráci se společností Concordia.

Tato studie byla podpořena společným grantem Applied Research and Development-Collaborative Research and Development from the Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada, the Concordia University Research Chair Fund, a Concordia University absolventshipshipship a Concordia University Merit Scholarship.


Reproduktor Bio

Jens Nielsen

Jens Nielsen získal doktorát z biochemického inženýrství na Dánské technické univerzitě. V současné době je profesorem a vedoucím Divize systémů a syntetické biologie na Chalmersově technické univerzitě v Göteborgu ve Švédsku. Jeho výzkum se zaměřuje na porozumění metabolickým procesům u lidí a mikrobů spolu s vývojem cest chemické a proteinové produkce … Pokračovat ve čtení


Přístupy syntetické biologie pro inženýrství jednobuněčných buněčných továren

Naše rostoucí porozumění molekulárnímu základu biologických funkcí umožnilo inženýrství biologických systémů pro nové účely. Moderní genetické, molekulární, strukturální, systémy a mikrobiologické nástroje usnadnily racionální inženýrství přírodních systémů, zejména jednobuněčných mikrobů. Pochopení vztahů mezi strukturou a funkcí biomolekul umožňuje návrh nových sekvencí nukleových kyselin a proteinů, zahrnujících nekanonické stavební bloky a tedy sestavování plně umělých systémů s přizpůsobenými vlastnostmi (Marner, 2009) na základě principů syntetické biologie. V této části diskutujeme o nejslibnějších technologiích, které jsou cenné pro inženýrství organismu (obr. 2).

Standardizace dílů a přístupů montáže

Dobře zavedené systémy, které umožňují cílenou, časovou a prostorovou expresi endogenních a heterologních transgenů, jsou v popředí inženýrství mikroorganismů řízené syntetickou biologií. Základní koncept vyžaduje použití standardních částí, které jsou snadno sestavitelné a snadno zaměnitelné, pro konstrukci konkrétního organismu, ale v ideálním případě také mezi organismy pro ortogonalitu (Scaife a Smith, 2016). Pro E-coli a kvasinkoví hostitelé, znalosti a nástroje byly shromážděny po celá desetiletí. Jednobuněčné fotosyntetické organismy, jako jsou sinice a mikrořasy, rychle rostou a lze je kultivovat podobným způsobem jako bakterie a kvasinky a přístup syntetické biologie nyní usnadní jejich vývoj jako produkčních platforem. Naproti tomu pomalá doba generování vyšších rostlin může bránit pokročilému metabolickému inženýrství, a tak by jedním přístupem bylo použití jednobuněčných fotosyntetických hostitelů pro generování a testování částí DNA rostlin a technologií, které lze nakonec použít pro použití ve vyšších rostlinných biotechnologiích . Ve skutečnosti byly vyvinuty, testovány a optimalizovány pokročilé techniky molekulární biologie, jako jsou ZFN, TALEN a CRISPR – Cas9, pro mnoho jednobuněčných fotosyntetických organismů. Příkladů pokroku směrem k optimalizaci molekulárních nástrojů je mnoho a jsou přezkoumány jinde (Jinkerson a Jonikas, 2015 Scaife a Smith, 2016).

Ve všech případech však vývoj standardizovaných částí DNA, které dodržují společnou syntaxi pro rychlé sestavení, přináší revoluci v navrhování a budování komplexních vícegenových heterologních cest. První z nich byly BioBricks, vyvinuté soutěží iGEM (Knight, 2003), kde použití specifických restrikčních enzymů na konci každé části umožnilo jejich postupné sestavení do stále delších sekvencí. Poté rychle následovalo Gibsonovo shromáždění (Gibson a kol., 2009), který se vyhýbá zavádění jizev mezi díly, a také umožňuje současně sestavit několik fragmentů. Další zdokonalení přinesly metody jako Golden Gate (Engler a kol., 2008), které kombinují snadnost klonování založeného na omezeních a současnou bezproblémovou montáž více částí.

Ačkoli části DNA, které tvoří genetický obvod, se mohou mezi organismy lišit, díky přijetí syntaxe, jako je ta navrhovaná pro modulární klonování pomocí sestavy Golden Gate, se vyvíjejí a zpřístupňují knihovny syntetických částí (Weber a kol., 2011 Engler a Marillonnet, 2014 patron a kol., 2015 Lee a kol.(2015). Přístup a snadnost, s jakou lze expresní kazety navrhovat a sestavovat, umožňují vysoce výkonné systematické testování dílů v cílových organismech. V mnoha případech však požadované „plně předvídatelné“ části teprve musí být objeveny. Úspěšné metabolické inženýrství skutečně závisí na expresi transgenu předvídatelným způsobem, aby bylo možné spolehlivě upravit metabolismus. Těsně regulované a indukovatelné syntézy proteinů jsou důležitými determinanty výtěžku produktu a pomáhají předcházet nezamýšleným účinkům na endogenní metabolismus, které mohou vyvrcholit pleiotropními defekty.

Regulace exprese transgenu modulárními efektory

Metabolický tok v buňce je regulován řadou propletených regulačních kontrol na úrovních transkripce, translace, stability proteinů a enzymatické aktivity. V bakteriálních systémech je transkripční regulace pravděpodobně jedním z nejdůležitějších procesů a v kontextu syntetické biologie to může být nejjednodušší přístupový bod ke změně buněčného toku. V souladu s tím se úsilí metabolického inženýrství dlouho spoléhalo na objev a charakterizaci účinných promotorů v bakteriálních i eukaryotických systémech. Nověji jsou jako modulární efektory použity další regulační prvky, jako jsou riboswitche, které lze snadno permutovat kódující sekvencí a dalšími částmi transkripčních jednotek, které jsou konstruovány do hostitelského šasi (Berens) a kol., 2015 McKeague a kol., 2016).

Výběr promotorů je klíčovou součástí cyklu návrhu, kde je pro optimální expresi genů v dráze vyžadován široký rozsah expresních kapacit několika řádů. V průběhu let bylo v několika bakteriálních a kvasinkových hostitelích charakterizováno mnoho přirozeně existujících promotorů, ale nepředstavují dynamický rozsah požadovaný pro optimalizaci toku v dráze. Inženýrství promotoru se zaměřuje na modulaci transkripční kapacity stávajícího promotoru změnou jeho sekvence DNA za účelem vytvoření knihoven syntetických promotorů. Aby toho bylo dosaženo, jsou přírodní promotory klasicky vystaveny molekulárním přístupům, jako je saturační mutageneze promotorových oblastí (Solem a Jensen, 2002 Hammer a kol., 2006), PCR náchylná k chybám (Hammer a kol., 2006 Tyo a kol., 2011 Reed a kol., 2012 Hauk a kol.(2016) nebo hybridní promotorové inženýrství (Blazeck a kol., 2011, 2012, 2013 Xu a kol.(2014), a výsledné varianty promotoru se skrínují kvantifikovatelnými údaji, aby se definovaly síly promotoru. Tento přístup je však použitelný pouze pro relativně krátké promotorové sekvence a pro určité experimentální účely. Výpočetní metody na druhé straně umožňují predikci aktivity promotoru před funkční charakterizací, čímž se sníží počet testovaných variant promotoru in vivo. In silico modely, jako je polohová hmotnostní matice (Sinha, 2006), částečná regrese nejmenších čtverců (Jonsson a kol., 1993) a umělé neurální sítě (Meng a kol., 2013) umožňují objasnění účinku jednotlivých bází a motivů DNA na aktivitu promotoru.

Kromě validace nových inženýrských strategií promotorů a definování sil promotorů byly syntetické promotory úspěšně implementovány také pro biosyntézu přírodních produktů. v E-coli, jeden promotor obsahující tři jedinečné cis-regulační prvky, které dokážou rozpoznat tři transkripční faktory současně, byly vyvinuty pomocí v silico optimalizační algoritmus, umožňující více signálům prostředí různě modulovat genovou expresi (Amores a kol.(2015). Prostřednictvím inženýrského přístupu promotoru produkce lykopenu v E-coli byla vylepšena modulací exprese heterologně exprimovaných genů (Shen a kol.(2015). v S. cerevisiaesyntetické promotory indukovatelné nízkým pH byly vyrobeny z promotorů nereagujících na pH (Rajkumar a kol., 2016). Indukovatelné a konstituční syntetické minimální promotory o délce <120 bp byly navrženy kombinací krátkého robustního a generického jádrového prvku se silnými upstream aktivačními sekvencemi

10 bp (Redden a Alper, 2015). V odlišném přístupu byla architektura nukleosomů použita k výpočetní vysoké aktivitě promotorů. Protože obsazení nukleosomů podél libovolných sekvencí DNA je prediktivní, mohou být promotory (znovu) navrženy pro definovanou aktivitu (Curran a kol.(2014). Nedávno byl pro expresi více genových drah (Rantasalo) vyvinut také modulární syntetický multigenový promotorový a transkripční faktorový systém sestávající z nastavitelných a předvídatelných úrovní exprese od zanedbatelných po velmi silné, nezávislé na externě přidaných induktorech (Rantasalo a kol., 2016).

Podobně u mikrořas, jako je např C. reinhardtii„Desítky let výzkumu objasnily několik základních procesů, na kterých lze stavět, aby se usnadnila exprese transgenu (Scaife a Smith, 2016). Charakterizované promotory používané pro expresi řízeného transgenu zahrnují promotory regulované světlem (Fischer a Rochaix, 2001), dusičnany (Ohresser a kol., 1997), měď (Quinn a Merchant, 1995), dusík (Matthijs a kol., 2016) a vitaminu B12 (Helliwell a kol.(2014). Kromě nativních promotorů s vysokou expresí (např. Malý podjednotkový gen RuBisCo RBCS2 a PsaD), vývoj a použití syntetických promotorů (např. Promotor proteinu tepelného šoku 70A fúzovaný s promotorem RBCS2) pro konstitutivní expresi transgenů vedl k významnému zlepšení získaná frekvence stabilních transformantů (Schroda a kol., 2000).

Kromě promotorů byly vyvinuty funkční nekódující molekuly RNA známé jako riboswitche jako syntetické regulační prvky v mnoha bakteriích a eukaryotech (Roth a Breaker, 2009). Obecně je doména senzibilizující ligand (aptamer) riboswitchů kombinována s regulační doménou nebo expresní platformou, která může řídit genovou expresi různými způsoby. Například u bakterií lze použít přímou vazbu specifického ligandu k doméně aptamerů k zeslabení ukončení transkripce nebo zahájení translace (Roth a Breaker, 2009), zatímco u eukaryot (rostliny, houby i řasy) vazba ligandu způsobuje alternativní sestřih, který brání produkci proteinu, například zavedením stop kodonu v rámci. Z hlediska praktičnosti pro rozsáhlé aplikace mohou být riboswitche regulovány nanomolárními koncentracemi ligandu (Croft a kol.2007 Moulin a kol.(2013). v C. reinhardtii, riboswitch uvnitř THI4 gen thiaminové dráhy biosyntézy byl již vyvinut do nástroje pro regulaci exprese transgenu (Croft a kol.2007 Moulin a kol.(2013). Tento systém byl také upraven do nového syntetického obvodu pro regulaci exprese plastidových genů (Ramundo a kol.(2013). Riboswitche byly také vyvinuty jako nástroje pro regulaci genové exprese u sinic. Ukázalo se, že riboswitch závislý na theofylinu funguje jako přísný systém produkce indukovatelné bílkoviny v S. elongatus PCC 7942, schopný dosáhnout binárních výrazových stavů zapnutí/vypnutí (Nakahira a kol.(2013). Podobně jako u jiných riboswitchových systémů lze úroveň produkce proteinů doladit různými koncentracemi theofylinu, což je atribut, který zdůrazňuje flexibilitu takových expresních platforem, když jsou integrovány do genetických obvodů.

Proteinové inženýrství

Přírodní bílkoviny a enzymy jsou často konstruovány tak, aby splňovaly přísné potřeby průmyslových procesů. Je to také účinný nástroj pro syntetickou biologii, kde vlastnosti proteinů na míru vyhovují požadavkům syntetických metabolických sítí. Proteinové inženýrství je forma syntetické biologie, která významně přispívá k metabolickému inženýrství zlepšením enzymatické aktivity, změnou substrátové a produktové specifičnosti enzymů, řízením metabolického toku pomocí enzymového lešení a modulací regulačních prvků, které upravují hladiny proteinů (Foo a kol., 2012 Li, 2012 Li a Cirino, 2014). Klíčovým faktorem v proteinovém inženýrství je schopnost přesně určit trojrozměrnou strukturu proteinů, protože poskytují základní podrobnosti o biologické funkci a mechanismu účinku. Výpočetní techniky pomáhají porozumět vztahům mezi strukturou a funkcí proteinů, které následně umožňují modelování a návrh sekvencí primárních aminokyselin, které nakonec vyústí v nové nebo modifikované funkce enzymů. Počítačem podporované modelování a navrhování proteinů pomocí homologního nebo ab initio metody byly shrnuty jinde (Kelchtermans a kol., 2014 Kingsley a Lill, 2015 Khan a kol., 2016 Wei a Zou, 2016).

Řízená evoluce je účinný nástroj pro konstrukci proteinů. Randomizované varianty genu kódujícího požadovaný protein se exprimují ve vhodném hostiteli a spojí se s vhodnou screeningovou metodou k identifikaci mutantních proteinů s požadovanými vlastnostmi. S tímto přístupem byly vlastnosti proteinů přepracovány nebo vylepšeny prostřednictvím iteračních cyklů mutageneze a amplifikace požadovaných mutantů za účelem akumulace prospěšných mutací v konečném proteinu (Cobb a kol.(2013). Pokud jde o metabolismus specializovaný na rostliny, bylo vyvinuto několik tříd enzymů pro modulaci jejich katalytické účinnosti, specificity a/nebo aktivity. Jednou takovou třídou enzymů je rodina glykosyltransferáz (UGT) závislá na rostlinné UDP, jejíž členové katalyzují přidání zbytků cukru do struktur přírodních produktů, jako jsou flavonoidy nebo alkaloidy. Glykosylace hraje klíčovou roli při zvyšování rozpustnosti a stability specializovaných metabolitů ve vodném prostředí buňky a také při detoxikaci, čímž usnadňuje jejich akumulaci a skladování (Liang a kol.(2015). Pokroky ve strukturálních studiích UGT rostlin zlepšily naše chápání katalytických mechanismů, což zase umožnilo cílené inženýrství pro zvýšenou aktivitu, změněnou regiospecificitu a glykosylační schéma, aby se vytvořilo množství bioaktivních glykosidů (Wang, 2009). Enzymy P450 jsou další superrodinou, která hraje zásadní roli v biosyntéze specializovaných metabolitů rostlin. Vykazují široký rozsah substrátů a katalyzují rozmanité spektrum chemických transformací. Jejich schopnost zavádět atomy kyslíku stereo- a regio-specificky do komplexních molekul a aktivovat molekulu páteře primárně okysličovacími reakcemi, je činí zvláště cennými pro aplikace syntetické biologie. Například rozpustné bakteriální P450 byly navrženy tak, aby oxidovaly různé chemické lešení pro výrobu vysoce hodnotných chemikálií, což zdůrazňuje kujnost a odolnost těchto proteinů (Girvan a Munro, 2016).

Umělé proteinové lešení je dalším všestranným přístupem (obr. 2 viz rámeček proteinového inženýrství), který umožňuje napodobování přírodních strojů pro multienzymové dráhy a byl široce používán v syntetické biologii. Obecně se v přírodě multicascade reakce vyskytují v multienzymových komplexech, kde mikrokompartmenty usnadňují individuální reakce. Tento jev, známý jako tvorba metabolonů nebo metabolický kanál, umožňuje vyhnout se nerovnováze toku, difúzi a ztrátě meziproduktů, uvolňování meziproduktů toxické dráhy a interferenci z konkurenčních metabolických sítí (Jørgensen a kol., 2005 Bassard a kol., 2017). Proto je shromáždění aktivních center enzymů sekvenční dráhy v těsné blízkosti velmi zajímavé pro zvýšení celkové katalytické účinnosti heterologní dráhy (Conrado a kol.(2008). V tomto jevu metabolického směrování jsou enzymy seřazeny postupně, aby se zajistilo, že místní koncentrace meziproduktů dráhy je kolem komplexu enzymů vysoká. Protože většina biosyntetických cest metabolitů specializovaných na rostliny zahrnuje více enzymů, může být metabolický kanál v produkčních hostitelích účinným prostředkem k optimalizaci produkce a zvýšení titrů (Singleton a kol.(2014). Řada cílových molekul byla syntetizována prostřednictvím lešení enzymů s peptidovými motivy a jejich příbuznými adaptačními doménami (Horn a Sticht, 2015 Pröschel a kol.(2015). v E-coli, lešení bylo účinně použito ke zvýšené produkci kyseliny glukarové (Moon a kol.(2010) a mevalonát, předchůdce seskvi- a triterpenoidů (Dueber a kol., 2009). Podobně v kvasinkách byla produkce resveratrolu zvýšena lešením 4-kumarátu: CoA ligázy a stilben syntázy (Wang a Yu, 2012). Umělé lešení navíc nabízí možnost vyhodnocení vlivu různých poměrů enzymů na výtěžek produktu. Například titr kyseliny glukarové produkovaný v E-coli byl silněji ovlivněn zahrnutím interakčních domén lešení pro upstream enzymy než pro pozdější enzymy dráhy (Moon a kol., 2010).

Stejně jako umělé lešení byla také použita přímá fúze proteinů ke zlepšení katalytické účinnosti enzymů. V přírodě například přirozená fúze P450 s aldo-keto reduktázou v Papaver spp. bylo zjištěno, že je nezbytný pro syntézu morfinanových alkaloidů (Farrow a kol., 2015 Winzer a kol.(2015). Umělá fúze Panax ženšen P450 protopanaxadiol syntáza (PPDS) a Arabidopsis thaliana Ukázalo se, že P450 reduktáza ATR1 zlepšuje katalytickou aktivitu PPDS (Zhao a kol., 2016). Podobně in-frame fúze izoflavonon syntázy červené jetele P450 s reduktázou rýže P450 po odstranění domén vázajících membránu umožnila konverzi naringeninu na genistein v E-coli (Kim a kol., 2009).

Biosenzory

Kvantifikace rostlinných přírodních produktů v produkčním hostiteli je často náročná, protože jsou zřídka spojeny s měřitelným fenotypem. Přírodní biologické regulátory však mohou sloužit jako molekulární reportéry v přítomnosti specifických ligandů a mohou být použity jako biosenzory pro korelaci množství ligandu se čtením reportérového proteinu. Obvykle jsou biosenzory propojeny s kolorimetrickým výstupem pro hlášení koncentrace metabolitů. To umožňuje screening a výběr výkonnějších kmenů vysoce výkonným způsobem. Fluorescenční reportérové ​​proteiny jsou široce používány kvůli jejich kompatibilitě s fluorescenčně aktivovaným tříděním buněk (FACS), což umožňuje efektivní screening v krátkém čase (Binder a kol.(2012). Transkripční regulátory v bakteriích, které aktivují dráhy degradace metabolitů a asimilace uhlíku po detekci rostlinných flavonoidů, jsou přirozeně existujícími regulačními mechanismy, které lze použít jako biosenzory (Hirooka a Fujita, 2011 Marin a kol., 2013 Rao a Cooper, 1994). Kombinací takových transkripčních faktorů s fluorescenčním reportérovým signálem byly úspěšně konstruovány flavonoidní biosenzory pro kvantifikaci naringeninu, kvercetinu a kaempferolu v E-coli (Siedler a kol.(2014). Senzory malých molekul mohou být také spojeny se selektivní výhodou, aby se transformovaly biosyntetické fenotypy na fitness rozdíl. Raman a spolupracovníci (2014) použili senzorickou doménu reagující na cílovou molekulu ke kontrole exprese reportérového genu nezbytného pro přežití kmene za selektivních podmínek. Převedením intracelulární přítomnosti cílové molekuly na výhodu kondice byla vyvinuta obecná strategie pro obohacování vzácných vysokých producentů v populaci variant. Pomocí tohoto přístupu je produkce naringeninu a kyseliny glukarové v E-coli byla výrazně vylepšena díky optimalizaci evolucí vedené cesty (Raman a kol.(2014). V další studii bylo použití domén vázajících ligand navrženo jako obecná strategie pro konstrukci biosenzorů malých molekul pro jakoukoli cílovou molekulu. Feng a spolupracovníci převedli jednu doménu vázající ligand s vysokou afinitou na několik specifických podmíněně stabilních skafoldů, které po fúzi s transkripčními faktory generovaly biosenzory, které reagují na jejich cílové ligandy, steroidy digoxin a progesteron (Feng a kol., 2015).

Přírodní biosenzory jsou všudypřítomné detektory, které vnímají intra- nebo extracelulární signály prostředí, jako jsou malé molekuly, ionty nebo fyzikální parametry. Reagují na detekované signály úpravou buněčné aktivity na úrovni transkripční, translační nebo proteinové aktivity. Například, E-coli má 230 transkripčních faktorů reagujících na metabolity, které snímají a reagují na cukry a jejich fosfáty, aminokyseliny a lipidy (Binder a kol.(2012). Schopnost biosenzorů přepínat mezi stavem „zapnuto a vypnuto“ v reakci na podněty je činí použitelnými pro různé účely syntetické biologie. Biosenzory, které dokáží vnímat a reagovat na podněty malých molekul v buňkách, mají široké spektrum aplikací, včetně regulace a optimalizace metabolických cest, měření a zobrazování koncentrace metabolitů a monitorování toxinů z prostředí (Zhang a Keasling, 2011 Paige a kol., 2012 Zhang a kol.2012 Raman a kol., 2014 Mehrotra, 2016 Rogers a kol.2016 Hassani a kol., 2017). V buňce existuje několik kontrolních prvků, které mohou modulovat genovou expresi v reakci na podnět, a proto mohou být použity jako biosenzory, včetně transkripčních regulačních proteinů, regulátorů genetických riboswitchů založených na RNA a funkčních enzymů (De Paepe a kol., 2016 Mehdizadeh Aghdam a kol., 2016 Palchetti, 2016). Transkripční faktory hrají klíčovou roli v designu biosenzorů, protože je lze snadno začlenit do syntetických obvodů za účelem podmíněné regulace genové exprese. Regulační biosenzory založené na transkripčním faktoru jsou obzvláště atraktivní díky modularitě jejich základních částí, páru DNA-vazebná doména-promotor, ligand vázající doména, doména aktivující transkripci, reportér a hostitelský kmen, z nichž všechny mohou upravit podle aplikace (De Paepe a kol., 2016 Mahr a Frunzke, 2016).

V odlišném přístupu, namísto použití fluorescenčního proteinu jako výstupu, byl v kvasinkách vyvinut biosenzor spojený s enzymem k identifikaci tyrosinhydroxylázy, která by mohla účinně převádět l -tyrosin na 1-3,4 -dihydroxyfenylalanin (1 -DOPA), meziprodukt dráhy v syntéze benzylisochinolinových alkaloidů (BIA). Za tímto účelem byl zaveden rostlinný biosyntetický enzym, který převádí 1 -DOPA na žlutý fluorescenční pigment S. cerevisiae jako jednoduché kvantifikovatelné čtení biosenzoru. Pomocí tohoto biosenzoru byla identifikována účinná tyrosinhydroxyláza z mutantní knihovny tyrosinových hydroxyláz a použita k syntéze meziproduktů BIA (S) -retikulinu a (S) -norcoclaurin z glukózy v kvasinkách (DeLoache a kol., 2015).

Biosenzory jsou atraktivní platformou pro screening fenotypů se slibnými strategiemi návrhu, díky nimž je jejich použitelnost v průmyslových procesech realitou do budoucna. Například biosenzory byly úspěšně použity pro monitorování produkce metabolitů v reálném čase (Rogers a Church, 2016) a více biosyntetických složek bylo testováno v šasi pomocí několika robustních senzorů, které mají nízké hodnoty falešně pozitivních výsledků a široký operační rozsah (Rogers a kol.(2015). Nedostatek senzorových domén pro všechny průmyslově cenné sloučeniny činí metabolické inženýrství řízené biosenzory ve výrobních hostitelích náročným. Očekává se však, že další charakterizace systémů biosenzorů a proteinového inženýrství pomůže tyto obavy vyřešit a poskytne řešení pro tuto oblast.

Minimální genomy

Přirozená variabilita velikosti genomu napříč druhy vyvolala otázky ohledně velikosti minimálních genomů a základní sady genů potřebných pro zachování buněčného života (Glass a kol., 2006). Prostřednictvím přístupů s delecí genů vědci vytvořili menší a stále stabilnější bakteriální genomy, které ukazují, že velkou část genomů lze snadno odstranit, aniž by to ovlivnilo růst a přežití buněk. v E-coli, & gt15% redukce genomu byla dosažena odstraněním transponovatelných prvků a horizontálně odvozených genů bez významného ovlivnění růstu (Mizoguchi a kol., 2007 Umenhoffer a kol., 2010 Csörgo a kol.(2012). Podobně bylo také dosaženo redukce genomu Schizosaccharomyces pombe a B. subtilis (Ara a kol., 2007 Giga-Hama a kol., 2007).

Mikrobiální produkční podvozek během evoluce nashromáždil mnoho jiných genů než těch, které jsou nezbytné pro růst a přežití, aby vydržely neustále se měnící environmentální výzvy. Patří mezi ně geny, které nejsou podstatné nebo dokonce škodlivé pro průmyslovou produkci sloučenin s komerční hodnotou, jako jsou geny kódující enzymy, které degradují požadovaný produkt, nebo geny, které kódují biosyntetické dráhy nežádoucích produktů, které vytvářejí následnou izolaci požadovaná sloučenina náročná (Fujio, 2007). Produkční podvozek s minimem genomů, kde byly odstraněny nepotřebné a škodlivé geny, se tedy ukázal být ideální pro průmyslovou produkci komerčně cenných sloučenin. Průmyslové aktinobakterie Streptomyces avermitilis, s vypuštěním jeho endogenního specializovaného metabolismu, slouží jako účinný produkční hostitel pro expresi exogenních biosyntetických genů. Expresí kodonově optimalizované amorpha-4,11-dien syntázy bylo dosaženo produkce amorpha-4,11-dienu v kmenu minimalizovaném genomem S. avermitilis optimalizováno pro produkci terpenoidů (Komatsu a kol., 2010).

Podobně genomem redukovaný kmen S. cerevisiae je generováno mezinárodním konsorciem výzkumných pracovníků v rámci projektu Sc2.0 (http://syntheticyeast.org/sc2-0/). The designer chromosome SynIII, which has approximately one-sixth of the base pairs of the wild-type chromosome III, was the first to be successfully generated, and yeast cells carrying either of the two chromosomes were phenotypically indistinguishable ( Annaluru a kol.(2014). More recently, the consortium reported a highly modified strain with the genome reduced in size by nearly 8% ( Richardson a kol., 2017). The genome-reduced yeast strain would be an ideal host for the introduction of large multi-gene biosynthetic pathways, such as that of the alkaloids, for the production of plant natural products.


What are the best plants to cultivate yeast from? - Biologie

by Tom Volk and Anne Galbraith

This month's fungus is Saccharomyces cerevisiae, the bakers' and brewers' yeast

For the rest of my pages on fungi, please click TomVolkFungi.net
For a special holiday treat, be sure to visit Fungi that are necessary for a merry Christmas

This month's fungus makes many of our holiday festivities even more festive in many ways, from the "spirits" of Christmas, to bread-making, to important scientific research. It's a very appropriate Fungus of the Month whether you're celebrating Christmas, Hanukkah, or Kwanzaa. Even its scientific name is festive, meaning "the sugar fungus of the beer."

The term "Yeast" is a morphological term that refers to a one-celled fungus. Most yeasts, including Saccharomyces reproduce by budding, where the daughter cells bleb off from a small pore in the side of the mother cell, as shown to the left. Sometimes the buds do not completely split off from the mother cells, and chains of yeast cells can be formed, as if to communicate with us. A few yeasts, like Schizosaccharomyces, the "splitting sugar fungus," reproduce by simple fission, where the mother cell divides through the center into two more or less equal parts.

Although most fungi are multicellular, growing as filaments called hyphae, there are about 500 species of yeasts in 60 genera, or about 1000 species of yeasts or yeast-like organisms. Some fungi are called yeast-like because they exist in yeast form for part of their life cycle, but can be hyphal for a significant portion of it. Most yeasts and yeast-like organisms are affiliated with the Ascomycota, but there are a significant number of Basidiomycota yeasts, including Cryptococcus neoformans (teleomorph Filobasidiella neoformans). There are even a couple species of Zygomycota yeasts. There are also many species of single-celled Chytridiomycota, but these are mostly internal parasites of plants, animals and other fungi and do not reproduce by budding or fission. Thus these single-celled chytrids, including Synchytrium, Batrachochytrium, a Physoderma are not called yeasts.

The world's most important yeast, Saccharomyces cerevisiae, has been a very useful fungus for humans for many millennia. To the right are the ruins of an ancient bakery atop Masada, in Israel overlooking the Dead Sea. TJV visited Masada in 2000 on a fungi collecting trip with Karen Wikler, Matt Rademaker, and Dan Czederpiltz. This was one of our side trips-- We weren't looking for fungi on Masada.

In bread making, the carbon dioxide is the more important of the two products, with the evolving gas causing the bread to rise. There is alcohol production, but the alcohol quickly evaporates on baking. In beer and wine-making, the alcohol is the important product, although the carbon dioxide may be used in beer and champagne. The same species, Saccharomyces cerevisiae, is used in both processes, but different strains (varieties) of the fungus are used. The bread making strain, for example, is genetically selected to produce more carbon dioxide and much less alcohol, while the opposite is true of the spirit-making strains. Thousands of years ago, naturally occurring yeasts "contaminated" some flour or drinks, and the results were pleasant for the people using the contaminated products. Eventually, people learned how to cultivate these fungi on purpose (even before they knew what they were) and to select the strains that would work best in their process using whatever materials were common in that region. This fermentation was probably discovered and re-discovered many times and has resulted in a wide variety of leavened foods, as well as an even greater variety of alcoholic beverages. Some of these natural yeasts are still used in sourdough starter, which actually contains a number of ecologically balanced micro-organisms in its own micro-ecosystem. Many wineries still use yeasts, including Saccharomyces ellipsoideus, that occur naturally on grapes. In fact, each type of alcohol product and alcohol maker has its own proprietary strains of yeasts, specially adapted and selected for that product.

In the olden days, you had to keep a fresh supply of yeast on hand if you wanted to bake bread or ferment beverages. Now you can go to virtually any grocery store in most parts of the world and buy freeze-dried yeast that can be ready to ferment in just a few minutes. Just add some warm water, a little bit of sugar or some source of carbohydrate, and it's ready to go. Tom Volk's mother always added a pinch of ginger to the mix, just for good luck. Maybe the yeast wasn't so reliable back in the olden days?

Saccharomyces cerevisiae has also been a very important genetic tool. It has been used in genetic studies for many decades. Since it is very small and unicellular, large numbers of the yeast can be grown in culture in a very small amount of space, in much the same way that bacteria can be grown. However, yeast has the advantage of being a eukaryotic organism, so the results of genetic studies with yeast are more easily applicable to human genetics. It reproduces abundantly and quickly, producing more haploid cells. They can also mate with an appropriate strain, later undergoing karyogamy and growing as a diploid. The diploid can undergo meiosis to form ascospores, recombinant haploid progeny unlike either parent. Mitosis and meiosis can be more easily studied in these organisms. Lee Hartwell, from the Fred Hutchison Cancer Research Center in Seattle, won the Nobel Prize in Medicine in 2001 for his pioneering work on the mitosis genes in S. cerevisiae. He shared the prize with R. Timothy Hunt and Paul M. Nurse of the Imperial Cancer Research in London, who work on another yeast, Schizosaccharomyces pombe. The genes they discovered and characterized in the yeast as a model organism have led to some important discoveries in fighting cancer in humans. Read more about the genes they discovered and offshoots of their work here.

S. cerevisiae was the first eukaryote to have its entire genome sequenced. See this page from Stanford for more about the yeast genome.

Most yeast species are not harmful to humans, but a significant number can act as pathogens, causing mycoses. The most common of these is Candida albicans, the cause of up to 90% of yeast infections in humans. Candida albicans is part of the normal flora (mycota) of the human body, but is usually kept in check by other fungi and bacteria. When conditions are disrupted by antibiotics or other sorts of treatments, Candida can begin to overgrow and cause problems. Cryptococcus neoformans another pathogenic yeast, famous for causing diseases of the nervous system, especially cryptococcal meningitis. Pneumocystis carinii is a leading cause of pneumonia in AIDS patients. There are also three dimorphic pathogens, Blastomyces dermatitidis, Histoplasma capsulatum, a Paracoccidioides brasiliensis, that can change from a mycelium to a yeast form in the body, thus evading the immune system. There are also a few yeasts that can produce mycotoxins that harm people if ingested. One such yeast is Debaryomyces, a yeast which you have probably seen, felt, and eaten. Have you ever taken hot dogs out of the freezer, and they felt slimy, but you ate them anyway? That's Debaryomyces causing the sliminess as it actually grows at freezing temperatures at high salt concentrations and produces a nasty mycotoxin that diffuses into the hot dogs. Better switch to macaroni and cheese.

This month's FOTM co-author is Anne Galbraith, one of my colleagues in the Department of Biology. She works on the genetics of cell division in Saccharomyces cerevisiae. Her research involves understanding the roles of two cell cycle genes, CDC7 a DBF4, in yeast meiosis using genetics, molecular biology, cell biology, and biochemistry. It is known that these genes help initiate DNA replication in mitotic cells, but no one knows what they do in meiosis! For additional information, visit her home page You can learn more about her research here.

We hope you learned something about Saccharomyces cerevisiae dnes. You should be thinking about how the yeast helps you to enjoy the holiday season, whether it be in leavened foods or in beverages. We expect you to discuss this page and Fungi that are necessary for a merry Christmas at your holiday dinners and celebrations. Be sure to tell your friends to visit. :) Happy Holidays!


Plant gene expression in bacteria and yeast - (Apr/21/2005 )

IMPORTANT!!!PLEASE HELP!
1.Do I need a full ORF of a gene of interest to express it in bacteria or yeast. What if I have an ORF but not the whole ORF of a gene?Is there any sense to check its expression?
2. Can I use pCRII-TOPO for this expression?
3. Can I use pYES2 vector for expression in E. coli?
4. Can I use DH5Alfa strain for these expression?
5. And if I would like to express my gene of interest in pYES2 in S. cerevisiae or pBluescript(or pCRIITOPO) in E. coli, should I have its start and stop codon?
6. What if between restriction cloning site and Start codon of my gene of interest there are

20 nucleotides, will that affect expression?
Sorry if you find these questions stupid or irritating, but I'm really interested in functional analysis of a plant gene in bacteria and yeast in order to check if it confers some stress and unfortunately I haven't got experience and knowledge in this subject, what's the saddest- I've got nobody who could help me:(
Thank you in advance!

1.Do I need a full ORF of a gene of interest to express it in bacteria or yeast. What if I have an ORF but not the whole ORF of a gene?Is there any sense to check its expression?

-> Let me try first!
for expression of a gene in both bacteria and yeast (low eukaryote) then you need a start and stop codon. For a bacteriai then the start codon can be ATG (for methionine) and for yeast then i think you need the same codon. For higher eukaryotes then you need Kozac sequence as the start codon. Stop codon can be one of the three codons which ones i can't remember. It is iokey if you don't add everything of your gene, but what is important is you have to have enough nucleotides so you don't affect the start and stop codon. Usually the vectors you use have added start and stop codon so you don't need to add them in your insert.

2. Can I use pCRII-TOPO for this expression?
->The vector you use must have expression signals that can be recognized by the host.

3. Can I use pYES2 vector for expression in E. coli?
->See above.

4. Can I use DH5Alfa strain for these expression?
-> i once used this E. coli strain for gene expression, but i don't know if you can use it.

5. And if I would like to express my gene of interest in pYES2 in S. cerevisiae or pBluescript(or pCRIITOPO) in E. coli, should I have its start and stop codon?
->if your vector have these sequences then you don't need to add to your insert, if they don't then you have to add in your insert.

6. What if between restriction cloning site and Start codon of my gene of interest there are

20 nucleotides, will that affect expression?

->you have to count that every 3 nucleotides account for an amino accid, so you have to make sure that they don't get into your insert.

Please, correct me if i am wrong.

Lord! I must have been very sleepy. I answered without thinking that it is plant gene you talk about.

Ur queries are answered here. Hope these will be of some use to u.

1.Do I need a full ORF of a gene of interest to express it in bacteria or yeast. What if I have an ORF but not the whole ORF of a gene?Is there any sense to check its expression?
REPLY : Its not necessary u need the full ORF to express ur gene in bacteria or yeast. You can use expression vectors with fusion tags to supplement whats lacking in ur gene of interest. Try pET32, pRSET, pGEX etc. pET32 is one of the easiest. U have N terminal and C terminal fusion tags in the vector. Just insert the gene in the MCs. doesnt matter if u dont have a stop codon or stop codon in ur insert. As long as ur gene is inserted in the right reading frame, u have a good chance of getting the right recombinant protein.

2. Can I use pCRII-TOPO for this expression?
REPLY : PCRII-TOPO is a cloning vector. It is not optimised for recombinant protein expression. Try pET, pRSET, pGEX vectors for expression in E.coli.

3. Can I use pYES2 vector for expression in E. coli?
This vector is meant for the inducible expression of recombinant proteins in S.cerevisiae. Yeast and bacterial expression vectors differ in their basic molecular biology. Its unlikely that this vector will be suitable for expression in bacteria.

4. Can I use DH5Alfa strain for these expression?
REPLY: You can use DH5 alpha for expression. (provided u use a compatible expression vector)

5. And if I would like to express my gene of interest in pYES2 in S. cerevisiae or pBluescript(or pCRIITOPO) in E. coli, should I have its start and stop codon?
REPLY : No need for the start and stop codons if u use a fusion vector like pET32. (ref to reply to question one for further details)

6. What if between restriction cloning site and Start codon of my gene of interest there are

20 nucleotides, will that affect expression?
REPLY : Generally this wont affect. But please consider the following points
a) If u are using an N terminal fusion vector ( U use the start codon of the N terminal fusion protein, and ur protein comes later - please make sure that there are no STOP CODONS (TAA, TAG or TGA , in frame between ur gene and the N terminal fusion tag.
If u are using the start codon of the gene of ur interest, please ensure that ur start codon is not placed too far away from the ribosomal binding site (RBS) due to the presence of the intervening sequences..

20 nucleotides, will that affect expression?
Sorry if you find these questions stupid or irritating, but I'm really interested in functional analysis of a plant gene in bacteria and yeast in order to check if it confers some stress and unfortunately I haven't got experience and knowledge in this subject, what's the saddest- I've got nobody who could help me:(
Thank you in advance!


What are yeast?

Most of us know yeast is a very helpful organism, especially with respect to baking, wine making, and brewing. However, what are yeast and why are they the focus of so much research?

Yeast are Fungi

Yeast are single-celled microorganisms that are classified, along with molds and mushrooms, as members of the Kingdom Fungi. Yeasts are evolutionarily diverse and are therefore classified into two separate phyla, Ascomycota or sac fungi and Basidiomycota or higher fungi, that together form the subkingdom Dikarya. Budding yeast, also referred to as “true yeasts”, are members of the phylum Ascomycota and the order Saccharomycetales. Such classifications are based on characteristics of the cell, ascospore, and colony, as well as cellular physiology.

Yeast are Single-celled, but with Cellular Organization Similar to Higher Organisms

Although yeast are single-celled organisms, they possess a cellular organization similar to that of higher organisms, including humans. Specifically, their genetic content is contained within a nucleus. This classifies them as eukaryotic organisms, unlike their single-celled counterparts, bacteria, which do not have a nucleus and are considered prokaryotes.

Natural Habitats

Yeast are widely dispersed in nature with a wide variety of habitats. They are commonly found on plant leaves, flowers, and fruits, as well as in soil. Yeast are also found on the surface of the skin and in the intestinal tracts of warm-blooded animals, where they may live symbiotically or as parasites. The common "yeast infection" is typically caused by Candida albicans. In addition to being the causative agent in vaginal yeast infections, Candida is also the cause of diaper rash and thrush of the mouth and throat.

Why Study Yeast?

Imagine an organism that grows quickly in a flask and whose DNA can be easily manipulated, but also provides insight into basic human biological processes, including disease. Yeast fits that description and is the focus of study for researchers all over the world, resulting in more than 50,000 published scientific articles describing yeast research!


What specific characteristics of yeast make it a “model organism” for study and the focus of so much research? Yeast are single-celled (unicellular) organisms, making them simple to study, but possess a cellular organization similar to that found in higher, multi-cellular organisms such as humans – that is, they possess a nucleus and are therefore eukaryotes, as described above. Most importantly, the similarity in cellular organization between yeast and higher eukaryotes translates to similarities in their fundamental cellular processes so discoveries in yeast frequently provide direct or indirect clues as to how biological processes work in humans.


Another important characteristic of yeast essential to their role as “model organisms” is the fact they are relatively easy to work with. Yeast replicate quickly and are easy to manipulate genetically. The doubling time for yeast (the time required for a cell to duplicate and divide itself) is about 90 minutes. In contrast, human cells growing in culture need about 24 hours to double. There are also well defined genetic methods for yeast that allow researchers to easily isolate mutants, cross them with other mutants or into other genetic backgrounds, and map the locations of genes. In fact, genetic maps constructed based on the genetic distance between genes gave researchers their first view of the genome and its organization, and were the culmination of genetic studies that date back to the first half of the twentieth century.


An accelerated pace of discovery was made possible after the baker's yeast (S. cerevisiae) genome, representing its complete set of genetic material, became the first eukaryotic genome to be sequenced back in 1996. It is smaller and more compact than the human genome (12 million base pairs and

6,000 genes, compared with 3 billion base pairs and

20-25,000 protein coding genes). Yet, comparisons of the genomes indicate that

31% of yeast genes are very similar to human genes and 20% of human disease genes have counterparts in yeast. In addition, yeast cells can exist either as haploids (one set of chromosomes) or diploids (two sets of chromosomes). Since haploids have only one copy of each gene and efficient breaking and rejoining of DNA strands (recombination), it is very easy to delete a specific gene in a haploid and observe the effects on the cell, or the “phenotype” of the deletion mutant. Diploid cells, on the other hand, make it possible to study essential genes (those required for growth and viability) by deleting one copy of the gene and making subtle changes in the other copy. Finally, with the information from the genome sequence an extensive toolkit of molecular reagents and genome-wide collections have been constructed, providing researchers with powerful means to study biological problems. If a yeast gene is known to be similar in DNA sequence to a human gene, studies in yeast can provide powerful clues as to the role of the related gene(s) in humans. Thus, the relative simplicity of studying cellular functions in yeast combined with its relevance to higher organisms makes it a very powerful “model organism” for study.

Yeast Life and Cell Cycles

Yeast typically grow asexually by budding. A small bud which will become the daughter cell is formed on the parent (mother) cell, and enlarges with continued grow. As the daughter cell grows, the mother cell duplicates and then segregates its DNA. The nucleus divides and migrates into the daughter cell. Once the bud contains a nucleus and reaches a certain size it separates from the mother cell. The series of events that occur in a cell and lead to duplication and division are referred to as the cell cycle. The cell cycle consists of four distinct phases (G1, S, G2 and M) and is regulated similar to that of the cell cycle in larger eukaryotes. As long as adequate nutrients such as sugar, nitrogen and phosphate are present yeast cells will continue to divide asexually.


Yeast cells can also reproduce sexually. Yeast cells exist as one of two different mating types, A cells and alpha buňky. When cells of opposite mating types are mixed together in the lab or randomly come into contact in nature they can mate (conjugate). Before joining the cells change shape in a process called shmooing. The term 'shmoo' was coined based on its similarity in shape to that of a fictional cartoon character of the same name created back in the late 40's by Al Capp, appearing first in his comic strip L'il Abner. During conjugation the shmooing haploid cells first fuse and then their nuclei fuse, resulting in the formation of a diploid cell with two copies of each chromosome. Once formed, diploid cells can reproduce asexually by budding, similar to haploids. However, when diploid cells are starved of nutrients they undergo sporulation. During sporulation diploid cells undergo meiosis, a special form of cell division that reduces the number of chromosomes from two copies back to one copy. After meiosis the haploid nuclei produced in meiosis are packaged into four spores that contain modified cell walls, resulting in structures that are very resistant to environmental stress. These spores can survive long periods of time until conditions become more favorable, such as in the presence of improved nutrients, whereupon they are able to germinate and reproduce asexually. These different states, budding, conjugation and sporulation together make up the yeast life cycle.

Yeast growth and metabolism

When yeast cells are grown in rich carbon sources such as glucose they prefer to grow by fermentation. During fermentation glucose is converted into carbon dioxide and ethanol. Generally, fermentation occurs in the absence of oxygen, and is therefore anaerobic by nature. Even in the presence of oxygen yeast cells prefer to grow fermentatively and this is referred to as the Crabtree Effect after the biologist who discovered this preference. This form of growth is exploited in the making of bread, beer, wine and other alcoholic beverages. Although budding yeast cells prefer to grow by fermentation, when nutrients are limiting they are also able to grow by cellular respiration. During respiration cells convert glucose into carbon dioxide and water, consuming oxygen in the process, and resulting in the production of much larger amounts of energy in the form of ATP.

Historical Discoveries

Yeast has been used as an industrial microorganism for 1000’s of years. The ancient Egyptians used yeast fermentation to leaven bread. There is evidence of grinding stones, baking chambers and drawings of 4000-year-old bakeries. Archaeological digs have uncovered evidence in the form of jars containing the remains of wine that is 7,000 years old.


Yeast were first visualized in 1680 by Antoni van Leeuwenhoek using high quality lenses. However, he thought that these globules were starchy particles of the grain used to make wort, the liquid extract used in brewing, rather than fermenting yeast cells. In 1789, Antoine Lavoisier, a French chemist, contributed to our understanding of the basic chemical reactions needed to produce alcohol from sugarcane. By estimating the proportion of starting materials and products (ethanol and carbon dioxide) after adding yeast paste he concluded that two chemical pathways were used with two thirds of the sugar reduced to alcohol and one third to form carbon dioxide. However, at the time it was thought that yeast were merely there to initiate the reaction rather than being required throughout the process.


In 1815, Joseph-Louis Gay-Lussac, a French chemist, developed methods to maintain grape juice in an unfermented state and discovered that the introduction of ‘ferment’ (which contains yeast) was required to convert unfermented wort, demonstrating the importance of yeast for alcoholic fermentation. In 1835, Charles Cagniard de la Tour used a more powerful microscope to show that yeast were single celled and multiplied by budding. In the 1850s Louis Pasteur discovered that fermented beverages resulted from the conversion of glucose to ethanol by yeast and defined fermentation as "respiration without air". Near the end of the 1800s Eduard Buchner used cell-free extracts obtained by grinding yeast cells to detect zymase, the collection of enzymes that promote or catalyze fermentation and for this he was awarded the Nobel Prize in 1907.


Much of the pioneering work on yeast genetics was carried out by Øjvind Winge. He discovered that yeast alternate between haploid and diploid states and that yeast are heterothallic, as two strains are required to convert haploids to diploids (conjugation). He and his colleague Otto Laustsen devised techniques to micromanipulate yeast so they could be investigated genetically. With this technique, known as "tetrad analysis", a fine needle and a microscope are used to isolate a structure known as an ascus, which contains the four spore products or tetrad resulting from sporulation of a diploid. Once the ascus is isolated, the spores in the tetrad are teased apart and allowed to grow into colonies for genetic analysis. This pioneering work earned him the title ‘The Father of Yeast Genetics’. Some of this work was further clarified by Carl Lindegren, who elucidated the mating-type system in budding yeast, demonstrating the existence of Mat A and Mat alpha cells, devised methods to carry our mass matings between cells of these mating types and used this knowledge to study the genetics of sugar utilization.


Since that time many other researchers have carried out groundbreaking research using budding yeast. Some of these researchers have been awarded the Nobel Prize for significant discoveries made during these studies, including: Dr. Leland Hartwell (2001) for the discovery of genes that regulate the cell cycle (co-winner with Paul Nurse and Tim Hunt) Roger Kornberg (2006) for his studies on the first step of gene expression, the means by which a genes DNA sequence is copied into messenger RNA (mRNA) Drs. Elizabeth Blackburn, Carol Greider and Jack Szostak (2009) for discovering and elucidating the genes and means by which cells protect chromosome ends or telomeres from being degraded and to Drs. Randy Schekman, James Rothman and Thomas Südhof (2013) for research on the machinery that regulates vesicular traffic. Most recently, Dr. Yoshinori Ohsumi was awarded the prize for his work on autophagy, which began with studies in yeast.

Commercial Applications

Yeast has long been considered to be the organism of choice for the production of alcoholic beverages, bread, and a large variety of industrial products. This is based on the ease with which the metabolism of yeast can be manipulated using genetic techniques, the speed with which it can be grown to high cell yields (biomass), the ease with which this biomass can be separated from products and the knowledge that it is generally recognized as safe (GRAS).


The budding yeast S. cerevisiae and other yeast species have long been used to ferment the sugars of rice, wheat, barley, and corn to produce alcoholic beverages such as beer and wine. There are two major types of brewing yeast, top-fermenting ale yeast and bottom-fermenting lager yeast. Top-fermenting yeast such as S. cerevisiae rise to the surface during fermentation and are used to brew ales, porters, stouts and wheat beers. V porovnání, S. pastorianus, (formerly known as S. carlsbergensis) is a bottom-fermenting yeast used to make lager beer. Lager yeasts grow best at lower temperatures. As a result they grow more slowly, produce less surface foam, and therefore typically settle to the bottom of the fermenter. Pilsners, Märzen, Bocks, and American malt liquors are all styles of lager beer. In modern brewing many of the original top fermenting strains have been modified to become bottom fermenters.


Yeast produce wine by fermenting sugars from grape juice (must) into ethanol. Although wine fermentation can be initiated by naturally occurring yeast present in the vineyards, many wineries choose to add a pure yeast culture to dominate and control the fermentation. The bubbles in champagne and sparkling wines are produced by a secondary fermentation, typically in the bottle, which traps the carbon dioxide. Carbon dioxide produced in wine production is released as a by-product. One yeast cell can ferment approximately its own weight in glucose per hour. Under optimal conditions S. cerevisiae can produce up to 18 percent, by volume of ethanol with 15 - 16% being the norm. The sulfur dioxide present in commercially produced wine is added just after the grapes are crushed to kill the naturally present bacteria, mold, and yeast.


Saccharomyces cerevisiae or baker’s yeast has long been used as a leavening agent in baking. Baker’s yeast ferment sugars present in dough, producing carbon dioxide and ethanol. The carbon dioxide becomes trapped in small bubbles in the dough, which causes the dough to rise. Sourdough bread is an exception, as it is not produced using baker's yeast, but is instead made with a combination of wild yeast and bacteria. Kvasinky Candida milleri is used to strengthen the gluten, and an acid-generating bacteria “Lactobacillus sanfranciscensis”, is used to ferment the maltose.


In addition to these traditional uses yeast has also been used for many other commercial applications. Vegans often use yeast as a cheese substitute and it is often used as a topping for products such as popcorn. It is being used in the petrochemical industry where it has been engineered to produce biofuels such as ethanol, and farnesene, a diesel and jet fuel precursor. It is also used in the production of lubricants and detergents. Yeast is used in the food industry for the production of food additives including colorants, antioxidants, and flavor enhancers. It is the often used in the production of pharmaceuticals including antiparasitics, anticancer compounds, biopharmaceuticals such as insulin, vaccines, and nutraceuticals. Yeast is commonly used in the production of industrial enzymes and chemicals. In the field of environmental bioremediation strains have even been exploited for the removal of metal from mining waste.

Application to Human Disease and Research

By virtue of the high degree of similarity between yeast genes and their human counterparts, and conserved fundamental cellular biology, yeast has become a popular model system for the study of human disease genes. Several approaches have been used to learn more about human genes once a connection between a human and yeast gene is made. In one approach, after a human disease-associated gene is discovered the sequence is compared to the sequences of all genes in the yeast genome to identify the most similar yeast gene(s). To study whether the genes are functionally related, the human gene is then expressed in a yeast stain where the yeast gene has first been inactivated by mutation. This allows researchers to determine whether or not the human gene is able to rescue viability, growth, or more specific defects associated with loss of the yeast gene, a method referred to as functional complementation. If the pathways and/or processes that a yeast gene is involved in are conserved, much can be learned about the function of the human gene based on what is already known about the related yeast gene. Once functional complementation has been established, researchers can use this system to further characterize the function of the related human gene product. Less directed approaches that often utilize high-throughput (HTP) techniques to randomly screen thousands of human genes at one time to identify gene or genes with complementing activity. Such approaches have successfully been used to identify conserved cell cycle regulators (CDC2), genes involved in cancer, and genes involved in neurodegenerative diseases.


There are many scenarios where studies can provide valuable information to researchers about the cellular pathways and/or processes a human gene is involved in when a related yeast gene is not present. For example, some neurodegenerative diseases like Alzheimer’s and Parkinson’s occur as protein aggregates called amyloid accumulate due to protein misfolding and this is toxic to neurons. Studying misfolded yeast proteins with similar amyloid forming potential, called prions, has provided researchers with insight into these neurodegenerative diseases. Alternatively, elevated expression of a disease-associated gene in yeast may result in a phenotype. For example, when expressed at high enough levels, alpha-synuclein, a gene associated with Parkinson’s disease, is toxic. Such a strain can then be used to screen for yeast genes or small molecules that suppress or enhance synuclein-induced toxicity, often providing clues about the relevant cellular pathways. Patients with Amyotrophic Lateral Sclerosis (ALS) or Lou Gehrig’s Disease, often have mutations in a couple of RNA binding proteins which makes them prone to form aggregates that interfere with RNA metabolism. A yeast screen has been used successfully to identify a number of yeast genes with similar properties (form toxic aggregates) providing researchers with new candidate genes to study. Conversely, when expressed in yeast the human RNA binding proteins form toxic aggregates and this strain was used to identify a yeast gene which when mutated blocks the production of these aggregates.


Yeast is becoming the organism of choice in studies aimed at the identification of drug targets and the mode of action of various drugs. Chemogenomics or chemical-genomics refers to the screens that use a combination of chemicals and genomics to probe drug targets and potentially identify novel drugs. Two main approaches have been used in these chemical-genomic studies. In the first, a genome-wide collection of diploid strains is constructed where one of the two identical copies of a gene is deleted, thereby lowering the levels of a particular gene product. Target genes and genes involved in the target pathway become more sensitive to the compound and are preferentially identified in this kind of screen. In a second approach, nonessential genes are systematically deleted and the collection screened with a drug to look for genes which buffer the drug target pathway. This approach is expected to identify genes required for growth in the presence of the compound. Additional approaches using overexpression screens have been used to identify genes involved in drug resistance including the potential drug target. Comparing the expression profile of yeast cells deleted for a gene to those of wild type yeast cells treated with a particular drug can also be an effective way to identify genes which may tell the researchers something about how the drug works in cells.


These are just a few examples of how yeast can be used both aid the study of human disease. Studies in yeast can help researchers learn more about the underlying biology using this model system, or to help them identify drug targets or the drugs mode of action.


A závislý variable is the measurement that changes in response to what you changed in the experiment. This variable je dependent on other variables hence the name! For example, in the plant growth experiment, the dependent variable would be plant growth.

You could measure this by measuring how much the plant grows every two days. You could also measure it by measuring the rate of photosynthesis. Either of these measurements are dependent upon the kind of light you give the plant.


Pro tento vědecký projekt budete muset vyvinout vlastní experimentální postup. Jako výchozí místo použijte informace na kartě souhrnu. Pokud byste chtěli prodiskutovat své nápady nebo potřebujete pomoci s řešením problémů, využijte fórum Ask An Expert. Naši experti za vás práci neudělají, ale budou vám předkládat návrhy a poskytovat rady, pokud se na ně obrátíte s konkrétními dotazy.

Pokud chcete projektový nápad s úplnými pokyny, vyberte jej bez hvězdičky (*) na konci názvu.


Podívejte se na video: Grow LED lampa. LED osvětlování rostlin. LED osvětlení TOP KONSTRUKT (Listopad 2021).