Informace

Existuje metabolická cesta, která generuje methanol?


Hledal jsem témata nápovědy o methanolu v metabolismu. Konkrétně bych chtěl vědět, co je běžnou dietní složkou, která po metabolismu generuje methanol, a vyjádřit se k jeho toxicitě? Zdá se, že nemohu najít žádná relevantní data, a hledám, zda zde má někdo nějaké zkušenosti a znalosti.


Toto je stará otázka, ale přišlo mi to zajímavé, takže tady jsou moje dva centy :)

O methanolu je již dlouho známo, že se běžně vyskytuje u lidí; jedna studie z roku 1963 dokazuje její přítomnost v dechu.

Jedním z hlavních zdrojů metanolu u lidí je rozpad pektinu bakteriemi ve střevě. Pektin je komplexní uhlohydrát, který se nachází v mnoha plodech a jiných nedřevnatých částech rostlin. Pektin není lidmi dobře metabolizován, a proto má nízkou nutriční hodnotu a považuje se za vlákninu. Přesto jsou některé druhy bakterií ve střevě schopné degradovat pektin a tento proces produkuje methanol.

Tento článek uvádí měření hladin methanolu v dechu subjektů konzumujících pektin. Zde bylo odhadnuto 10–15 gramů pektinu (ekvivalent ~ 1 kg jablek), čímž se získá asi 0,4–1,4 gramů methanolu. Autoři také uvádějí, že existuje bazální produkce methanolu také u lidí, přibližně 0,3 gramu denně; původ tohoto methanolu se zdá být nejasný.

V lidských buňkách existují také cesty schopné vytvářet methanol. Tato studie tuto skutečnost demonstruje tím, že ukazuje, že infúze ethanolu (obcházení střeva) vede ke zvýšení hladin methanolu.

Nedávný přehled metabolismu metanolu u lidí naleznete zde.


Nemohu komentovat dietní složky ani toxicitu, ale databáze Kegg obsahuje záznam pro methanol s odkazy na cesty, ve kterých je meziproduktem. Může být užitečné zkontrolovat, zda jste tak již neučinili.

http://www.genome.jp/dbget-bin/www_bget?C00132


Šlechtění Methylobacterium extorquens AM1 tolerantního k methanolu plazmatickou mutagenezí při atmosférické a pokojové teplotě v kombinaci s adaptivní laboratorní evolucí

Methylobacterium extorquens AM1, který lze použít jako továrnu na methylotrofní buňky (MeCF) na výrobu jemných chemikálií z methanolu, je nejrozsáhleji studovaným modelovým methylotrofním kmenem. Jeho nízká tolerance k methanolu však omezuje vývoj bioprocesů a nebyly hlášeny žádné zlepšené tolerance M. extorquens AM1 vůči methanolu. V této studii se k vytvoření mutantu s vysokou tolerancí methanolu (označovaného jako CLY-2533) používá mutageneze plazmy za atmosférické a pokojové teploty (ARTP) v kombinaci s adaptivní laboratorní evolucí (ALE). Konečná hustota buněk CLY-2533 je 7,10krát vyšší než hustota kmene divokého typu v médiu obsahujícím 5% (v/v) methanolu. Pomocí srovnávací genomické analýzy a nadměrné exprese využívaných domnělých genů bylo identifikováno sedm mutovaných genů, které úzce souvisejí s vyšší tolerancí methanolu u CLY-2533. Do CLY-2533 je navíc zaveden mvt operon, který obsahuje geny související s biosyntézou kyseliny mevalonátové (MEV). Tento rekombinantní kmen vykazuje významná zlepšení jak v produkci MEV, tak v růstu buněk v 5% methanolovém médiu. Tato zjištění budou nápomocna při racionálním návrhu kmene využívajícího methanol pro vylepšenou hostitelskou platformu pro biovýrobu na bázi methanolu.

Klíčová slova: ARTP mutageneze Methylobacterium extorquens methanolová tolerance methylotrofní buněčná továrna mevalonát.


Možnosti přístupu

Získejte plný přístup k deníku na 1 rok

Všechny ceny jsou ČISTÉ ceny.
DPH bude přidáno později v pokladně.
Výpočet daně bude dokončen při pokladně.

Získejte časově omezený nebo plný přístup k článkům na ReadCube.

Všechny ceny jsou ČISTÉ ceny.


DISKUSE

Navrhovaná metabolická cesta podílející se na asimilaci methanolu platanovými buňkami (původ methyl-β-d-glukopyranosidu není uveden). Enzymy: 1, Formyltetrahydrofolát syntetáza 2, methenyl H4Pte-Glun cyklohydroláza 3, methylenetetrahydrofolátdehydrogenáza 4, Ser hydroxymethyltransferáza 5, Gly dekarboxyláza 6, methylenetetrahydrofolátreduktáza 7, Metalantáza 8 nezávislá na kobalaminu S-adenosyl-Met syntetáza 9, methyltransferáza 10, S-adenosylhomo-Cys hydrolázu 11, cystathionin-y-syntázu a cystathionin-p-lyázu 12, methanol oxidázu a formaldehyddehydrogenázu. H4FGlun, 5,6,7,8 tetrahydropteroylpoly-Glu (tetrahydrofolát) CHOH4F-Glun, 10-formyltetrahydrofolát CHH4F-Glun, 5,10-methenyltetrahydrofolát CH2H4F-Glun, 5,10-methylenetetrahydrofolát CH3H4FGlun5-methyltetrahydrofolát SAM, S-adenosyl-Met SAH,S-adenosylhomo-Cys. ●, (13 C) uhlík.

Navrhovaná metabolická cesta podílející se na asimilaci methanolu platanovými buňkami (původ methyl-β-d-glukopyranosidu není uveden). Enzymy: 1, Formyltetrahydrofolát syntetáza 2, methenyl H4Pte-Glun cyklohydroláza 3, methylenetetrahydrofolátdehydrogenáza 4, Ser hydroxymethyltransferáza 5, Gly dekarboxyláza 6, methylenetetrahydrofolátreduktáza 7, na kobalaminu nezávislá Met syntáza 8, S-adenosyl-Met syntetáza 9, methyltransferáza 10, S-adenosylhomo-Cys hydroláza 11, cystathionin-y-syntáza a cystathionin-p-lyáza 12, metanoxidoxidáza a formaldehyddehydrogenáza. H4FGlun, 5,6,7,8 tetrahydropteroylpoly-Glu (tetrahydrofolát) CHOH4F-Glun, 10-formyltetrahydrofolát CHH4F-Glun, 5,10-methenyltetrahydrofolát CH2H4F-Glun, 5,10-methylenetetrahydrofolát CH3H4FGlun5-methyltetrahydrofolát SAM, S-adenosyl-Met SAH,S-adenosylhomo-Cys. ●, (13 C) uhlík.

Naše výsledky také naznačují, že platanové buňky metabolizují methanol poměrně pomalu (přibližně 0,2 μmol h −1 g −1 vlhká hmotnost) a že některé uhlíky z methanolu (30%–60%) jsou směrovány směrem k syntéze 13 C-sloučeniny, včetně Ser, Met, 24-methyl a 24-ethyl steroly, fosfatidylcholin a methyl-P-d-glukopyranosid (sloučeniny viditelné NMR). Proto v platanových buňkách významná část toku uhlíku z mravenčanu přechází do formylu H4Pte-Glun cestou syntetázy spíše než cestou mitochondriální oxidace. Několik studií však charakterizovalo mravenčí dehydrogenázu závislou na NAD v mitochondriích rostlin, což je enzym, který katalyzuje oxidaci mravenčanu na CO2. Například Oliver (1981) a Hourton-Cabassa a kol. (1998) ukázali, že špenátové mitochondrie mohou oxidovat mravenčan poměrně rychle. Na podporu tohoto pozorování předběžné výsledky provedené v naší laboratoři naznačily, že neporušené buňky platanu mohou oxidovat mravenčan rychleji, než metabolizují methanol (přibližně 1 μmol h −1 g −1 vlhká hmotnost oproti 0,2 μmol h −1 g −1 vlhká hmotnost ). Vyvstává tedy nejistota ohledně rozdělení mravenčanu mezi oxidační cestu přes mravenčan dehydrogenázu a asimilační cestu přes 10-formyl H4Pte-Glun. Podle tkáně může relativní tok mravenčanu k oxidaci a asimilaci značně kolísat (Cossins, 1964), protože existují silné náznaky pro kontrolu oxidace mravenčanu v rostlinách na úrovni genové exprese dále, hlavní místo pro taková regulace je pravděpodobně NAD-dependentní formiátdehydrogenáza (Hourton-Cabassa et al., 1998). Špatná afinita mravenčan dehydrogenázy k jejímu substrátu (K m formát≈ 1,7 m m Halliwell, 1974), na rozdíl od situace pozorované u formylu H4Pte-Glun syntetáza (K m formát ≈ 35 μm Kirk et al., 1995), by mohlo vysvětlit skutečnost, že část uhlíku pocházejícího z methanolu je odkloněna směrem k metabolismu C1.

Naše studie metabolismu [13 C] methanolu v platanových buňkách odhalily asimilaci značky do nového buněčného produktu během několika hodin expozice. Tato sloučenina, charakterizovaná jako methyl-β-d-glukopyranosid, byla identifikována v okvětních lístcích růží (Ichimura et al., 1997) a v řadě druhů patřících do rodu Geum (Rodina Rosacae) (Bonnier, 1934). V této studii asimilace značky z [13 C] methanolu na methylovou skupinu methyl-β-d-glukopyranosidu nevyžadovala tvorbu 13 CH2H4Pte-Glun, protože krmení buněk platanu [3-13 C] Ser, přímým prekurzorem 13 CH2H4Pte-Glun, nevedlo k tvorbě [13C] methyl-β-d-glukopyranosidu. Kromě toho byla získána hodnota obohacení 13C blízká 100%, což naznačuje, že methylová skupina methyl-p-d-glukopyranosidu pochází výhradně z methanolu. To je v kontrastu se situací pozorovanou u jiných sloučenin syntetizovaných z [13C] methanolu, jako je fosfatidylcholin, ve kterých 13 C-obohacení (v procentech) v methylovém uhlíku cholinu pomalu roste s časem až do rovnovážné rovnováhy ( 45%). Důvodem je, že [13C] methanol a endogenní neznačený Ser si navzájem konkurují v krmení metabolismu C1.


Závěry

Technologie metabolické rekonstrukce byla široce používána k dokumentaci metabolického repertoáru organismů v Bakterie a Eukarya domény [47]. Zde využíváme výhody zvýšené dostupnosti experimentálních datových sad a genomických informací pro archaealní organismy k vytvoření metabolického modelu, tzv. VS941, archaeonu s největším známým genomem, Methanosarcina acetivorans. The Model VS941 je konstruován pomocí systematického postupu, který umožňuje postupné vyhodnocování a zlepšování schopností modelu. Tento model se skládá ze 705 reakcí, 708 metabolitů a 941 genů, přičemž tento druhý tvoří asi 44% všech ORF v M. acetivorans s předpokládanými anotacemi [35]. Dokončený model má metabolity (87%), které lze vyrobit, a má vysokou shodu 93,3% oproti publikovaným in vivo údaje o růstu napříč environmentálními a genetickými poruchami (třicet datových bodů) se specifičností 81% (tj. procento správně identifikovaných esenciálních genů) a selektivitou 89,7% (tj. procento správně identifikovaných neesenciálních genů). Kromě toho model rekapituluje energetické vlastnosti specifické pro substrát, jako je nepostradatelnost ATP syntázy pro růst na acetátu/methanolu a jeho uvolnitelnost pro růst na oxidu uhelnatém.

Počet reakcí zahrnutých v návrhu modelu v kroku 1 je do značné míry citlivý na přijaté omezení BLAST. Počet genových vstupů se zvyšuje na 1090, když je cutoff uvolněn na 10-20 ze 776 záznamů pro přijatou cutoff 10-30. Toto přísnější omezení bylo zvoleno tak, aby zajistilo, že návrhový model neobsahuje žádné falešně přidané funkce. Zjistili jsme, že je mnohem snazší najít a přidat chybějící funkce než správně identifikovat a odstranit chybné. Je zajímavé, že všechny kromě jedné reakce v metanogenetické dráze, o které je známo, že se vyskytují v M. acetivorans byly zahrnuty do návrhu modelu pomocí nejpřísnějšího omezení. Reakce ECH Hydrogenase, o které je známo, že se v ní vyskytuje M. barkeri ale ne v M. acetivorans byl vyloučen z návrhu modelu.

Toto zkonstruováno Model VS941 představuje nejkomplexnější a nejaktuálnější úsilí o katalogizaci metanogenního metabolismu. Vzhledem k pozornosti, které se metanogenním konsorciím dostalo, a rostoucímu počtu metagenomických dat [48] lze tento model použít k posouzení biologického dopadu methanogenních komunit na uhlíkovou bilanci. Tato organicky specifická kompilace metabolického repertoáru M. acetivorans může sloužit jako rámec pro sloučení dalších experimentálních údajů o metanogenech, jakmile budou k dispozici. Model je k dispozici ve formátu SBML, který umožňuje šíření (další soubor 2).


Název: Sestava enzymu vytvořená bez lešení pro lepší využití methanolu

Methanol je důležitou surovinou získanou ze zemního plynu a může být chemicky přeměněn na komoditní a speciální chemikálie za vysokého tlaku a teploty. Přestože biologická přeměna methanolu může probíhat za okolních podmínek, existuje nedostatek umělých mikroorganismů, které používají methanol k produkci metabolitů. Metanoldehydrogenáza (Mdh), která přeměňuje methanol na formaldehyd, v přírodě velmi podporuje reverzní reakci. Účinná vazba s ireverzibilní sekvestrací formaldehydu pomocí 3-hexulosa-6-fosfát syntázy (Hps) a 6-fosfo-3-hexulózoizomerázy (Phi) tedy slouží jako klíčová hnací síla k dosažení rovnováhy dráhy směrem k centrálnímu metabolismu. Nově vznikající strategií na podporu účinného vedení substrátu je prostorová organizace dráhových enzymů v sestavené sestavě tak, aby poskytovala kinetické hnací síly, které podporují tok uhlíku žádoucím směrem. Zde uvádíme strategii vlastní montáže, která organizuje Mdh, Hps a Phi do inženýrského komplexu supramolekulárních enzymů pomocí interakčního páru SH3 – ligand, který zvyšuje konverzi methanolu na fruktóza-6-fosfát (F6P). Pro zvýšení spotřeby methanolu byl vytvořen „NADH dřez“ s použitím laktátdehydrogenázy Escherichia coli jako pohlcovače NADH, čímž se zabránilo reverzibilní redukci formaldehydu. Kombinace těchto dvou strategií zlepšila in vitro produkci F6P 97krát ve srovnání s nesestavenými enzymy. Blahodárný účinek supramolekulárního sestavení enzymu more & raquo byl také realizován in vivo, protože sestavení sestaveného enzymu zlepšilo míru spotřeby metanolu v celých buňkách devítinásobně. Tento přístup nakonec umožní přímé spojení vylepšené syntézy F6P s jinými strategiemi metabolického inženýrství pro produkci mnoha požadovaných metabolitů z methanolu. & laquo méně


Podpůrné informace

Obrázek S1

Predikované funkční interakce klastrů genů ADH/AlDH a genů zapojených do regulace klastrů, jak je zobrazeno v databázi STRING 9.0. Predikované funkční interakční sítě jsou zobrazeny v 𠇌onfidence zobrazení ”, ve kterém jsou silnější asociace reprezentovány silnějšími čarami. Jsou označeny tři funkční proteinové skupiny.

Tabulka S1

Obsah methanolu v krvi myší po intraperitoneálním podání methanolu.

Tabulka S2

Seznam up-regulovaných genů v průsečíku kruhů Vennova diagramu je uveden v Obrázek 2 .

Tabulka S3

Seznam down-regulovaných genů v průsečíku kruhů Vennova diagramu je uveden v Obrázek 2 .


Existuje metabolická cesta, která generuje methanol? - Biologie

ČÁST II. CORNERSTONES: CHEMIE, BUŇKY A METABOLISMUS

6.3. Metabolické cesty aerobního buněčného dýchání

Je dobré začít s nejjednodušším popisem a při přechodu na další úrovně přidat vrstvy porozumění. Proto je tato diskuse o aerobním buněčném dýchání rozdělena do dvou úrovní:

1. zásadní popis a

Zeptejte se svého instruktora, jaká úroveň je požadována pro váš studijní obor.

Základní popis

Glykolýza je série reakcí řízených enzymy, které probíhají v cytoplazmě. Během glykolýzy má molekula cukru se 6 uhlíky (glukóza) přidanou energii ze dvou molekul ATP. Přidáním této energie dojde k nestabilitě některých vazeb molekuly glukózy a molekula glukózy se snadněji rozloží. Po průchodu několika dalšími reakcemi řízenými enzymy se 6-uhlíková glukóza rozkládá na dvě 3-uhlíkové molekuly známé jako glyceraldehyd-3-fosfát (také známý jako PGA nebo fosfoglyceraldehyd), které procházejí dalšími reakcemi za vzniku kyseliny pyrohroznové ( CH3COCOOH).

Touto sérií reakcí se uvolní dostatek energie na výrobu čtyř molekul ATP. Protože ke spuštění reakce byly použity dvě molekuly ATP a byly vytvořeny čtyři, došlo k čistému zisku dvou ATP z glykolytické dráhy (obrázek 6.4). Během procesu glykolýzy jsou některé vodíky a jejich elektrony odstraněny z zpracovávaných organických molekul a zachyceny molekulou elektronového přenosu NAD + za vzniku NADH. Během glykolýzy se uvolní dostatek vodíků za vzniku 2 NADH. NADH s dalšími elektrony obsahuje velké množství potenciální energie, kterou lze použít k výrobě ATP v elektronovém transportním systému. Úkolem koenzymu NAD + je bezpečně transportovat tyto elektrony a protony obsahující energii do elektronového transportního systému. Jakmile odejdou ze svých elektronů, jsou oxidované NAD + k dispozici k vyzvednutí dalších elektronů a opakování úlohy.

OBRÁZEK ​​6.4. Glykolýza: Základní popis

Glykolýza je biochemická cesta, kterou mnoho organismů používá k oxidaci glukózy. Během této posloupnosti chemických reakcí se 6-uhlíková molekula glukózy oxiduje. Výsledkem je produkce kyseliny pyrohroznové, elektrony jsou zachyceny NAD + a je produkován ATP.

Základní shrnutí jednoho otočení glykolýzy

Série reakcí známá jako Krebsův cyklus probíhá v mitochondriích buněk. Název dostává podle svého objevitele Hanse Krebse a podle skutečnosti, že série reakcí začíná a končí stejnou molekulou, jakou cykluje. Krebsův cyklus je také známý jako cyklus kyseliny citrónové a cyklus kyseliny trikarboxylové (TCA). Molekuly 3-uhlíkové kyseliny pyrohroznové uvolněné z glykolýzy vstupují do mitochondrií. Působí na ně specifické enzymy vyrobené pomocí genetické informace nalezené na DNA umístěné v mitochondriích (mDNA). Jeden z těchto uhlíků je odstraněn a zbývající 2-uhlíkový fragment je připojen k molekule koenzymu A (CoA), čímž se stává sloučenina nazývaná acetyl-CoA. Koenzym A je vyroben z pantethinu (kyselina pantothenová), což je forma vitaminu B5. Acetyl-CoA je molekula, která prochází Krebsovým cyklem. V době, kdy se vyrábí acetyl-CoA, jsou k NAD + připojeny 2 vodíky za vzniku NADH. Odstraněný atom uhlíku se uvolňuje jako oxid uhličitý.

Souhrn změn, protože kyselina pyrohroznová je převedena na acetyl-CoA

Během Krebsova cyklu (obrázek 6.5) je acetyl-CoA zcela oxidován (tj. Zbývající vodíky a jejich elektrony jsou odstraněny). Většina elektronů je zachycena NAD + za vzniku NADH, ale v jednom bodě procesu FAD zachytí elektrony za vzniku FADH2. Bez ohledu na to, jaký elektronový nosič se používá, jsou elektrony odesílány do elektronového transportního systému. Zbývající atomy uhlíku a kyslíku se spojí za vzniku CO2. Stejně jako u glykolýzy se uvolní dostatek energie pro generování 2 molekul ATP. Na konci Krebsova cyklu byla acetylová část acetyl-CoA zcela rozložena (oxidována) na CO2. CoA je vydáno a je k dispozici k opětovnému použití. Energie v molekule byla přenesena do ATP, NADH nebo FADH2. Část energie byla také uvolněna jako teplo. Pro každou z molekul acetyl-CoA, která vstupuje do Krebsova cyklu, 1 ATP, 3 NADH a 1 FADH2 jsou produkovány. Pokud počítáme NADH produkovaný během glykolýzy, kdy se tvořil acetyl-CoA, existují celkem 4 NADH pro každou kyselinu pyrohroznovou, která vstupuje do mitochondrií.

OBRÁZEK ​​6.5. Krebsův cyklus: Základní popis

Krebsův cyklus probíhá v mitochondriích buněk k dokončení oxidace glukózy. Během této posloupnosti chemických reakcí se molekule kyseliny pyrohroznové vyrobené glykolýzou zbaví vodíků. Vodíky jsou zachyceny NAD + a FAD pro přepravu do ETS. Zbývající atomy jsou reorganizovány na molekuly oxidu uhličitého. Během Krebsova cyklu se uvolní dostatek energie na vytvoření 2 ATP. Protože byly z glykolýzy vyrobeny 2 molekuly kyseliny pyrohroznové, musí být Krebsův cyklus spuštěn dvakrát, aby byla dokončena jejich oxidace (jednou pro každou kyselinu pyrohroznovou).

Základní shrnutí jednoho obratu Krebsova cyklu

Elektronový transportní systém

Ze tří kroků aerobního buněčného dýchání (glykolýza, Krebsův cyklus a elektronový transportní systém) buňky generují největší množství ATP z elektronového transportního systému (obrázek 6.6). Během této postupné sekvence oxidačně-redukčních reakcí energie z NADH a FADH2 molekuly generované glykolýzou a Krebsův cyklus se používá k produkci ATP. Molekuly enzymu cytochromu obsahujícího železo (cyto = buněčný chrom = barva) jsou umístěny na membránách mitochondrií. Energeticky bohaté elektrony jsou předávány (transportovány) z jednoho cytochromu na druhý a energie je použita k pumpování protonů (vodíkových iontů) z jedné strany membrány na druhou. Výsledkem je vyšší koncentrace vodíkových iontů na jedné straně membrány. Jak se koncentrace vodíkových iontů na jedné straně zvyšuje, vytváří se protonový gradient. Kvůli tomuto koncentračnímu gradientu protony při otevření membránového kanálu proudí zpět na stranu, ze které byly čerpány. Když procházejí kanály, enzym fosforyláza (ATP syntetáza, také označovaná jako ATPáza) urychluje tvorbu molekuly ATP vazbou fosfátu na molekulu ADP (fosforylace). Když jsou započítány všechny elektrony a vodíkové ionty, vytvoří se z elektronů celkem 32 ATP a vodíky odstraněné z původní molekuly glukózy. Vodíky jsou poté vázány na kyslík za vzniku vody.

OBRÁZEK ​​6.6. Elektronový transportní systém: Základní popis

Systém přenosu elektronů (ETS) je také známý jako cytochromový systém. Pomocí enzymů procházejí elektrony řadou oxidačně-redukčních reakcí. Energie, které se elektrony vzdávají, se používá k pumpování protonů (H +) přes membránu v mitochondrii. Když protony protékají membránou zpět, enzymy v membráně způsobují tvorbu ATP. Protony se nakonec spojí s kyslíkem, který získal elektrony, a vzniká voda.

Základní shrnutí elektronového transportního systému

První fáze buněčného dýchání probíhá v cytoplazmě. Tento první krok, známý jako glykolýza, spočívá v enzymatickém rozkladu molekuly glukózy bez použití molekulárního kyslíku. Protože není vyžadován kyslík, nazývá se glykolýza anaerobní proces. Dráhu glykolýzy lze rozdělit na dvě obecné sady reakcí. První reakce činí molekulu glukózy nestabilní a později se používají reakce oxidačně-redukční pro syntézu ATP a zachycování vodíků.

Protože je glukóza velmi stabilní molekula a automaticky se nerozkládá, aby uvolnila energii, musí být do molekuly glukózy přidána určitá energie, aby se zahájila glykolýza. Při glykolýze počáteční molekula glukózy získá fosfát, aby se stal glukóza-6-fosfátem, který se převede na fruktóza-6-fosfát. Když se přidá druhý fosfát, fruktóza-1,6-bisfosfát (P — C6—P). Tato 6-uhlíková molekula je nestabilní a rozpadá se za vzniku dvou 3-uhlíkových, glyceraldehyd-3-fosfátových molekul.

Každá ze dvou molekul glyceraldehyd-3-fosfátu získává druhý fosfát ze zásoby fosfátu, který se normálně nachází v cytoplazmě. Každá molekula má nyní připojeny 2 fosfáty za vzniku 1,3-bisfosfoglycerátu (P — C3—P). Následuje řada reakcí, při nichž se uvolňuje energie porušením chemických vazeb, které drží fosfáty na 1,3-bisfosfoglycerát. Energie a fosfáty se používají k výrobě ATP. Protože existují dvě molekuly 1,3-bisfosfoglycerátu, každá se 2 fosfáty, vzniknou celkem 4 ATP. Protože ke spuštění procesu byly použity 2 ATP, výsledkem je čistý výnos 2 ATP. Kromě toho se z uhlíkového skeletu oddělí 4 atomy vodíku a jejich elektrony se přenesou do NAD + za vzniku NADH, který přenáší elektrony do elektronového transportního systému. Zbývající molekuly kyseliny pyrohroznové se 3 uhlíky jsou surovinou pro Krebsův cyklus. Protože v cytoplazmě dochází ke glykolýze a Krebsův cyklus probíhá uvnitř mitochondrií, musí kyselina pyrohroznová vstoupit do mitochondrií, než se bude moci dále štěpit (obrázek 6.7).

OBRÁZEK ​​6.7. Glykolýza: Podrobný popis

Glykolýza je proces, který probíhá v cytoplazmě buněk. Nevyžaduje použití kyslíku, jedná se tedy o anaerobní proces. Během prvních několika kroků se přidají fosfáty z ATP a nakonec se 6-uhlíkový cukr rozdělí na dvě 3-uhlíkové sloučeniny. Během závěrečných kroků procesu NAD + přijímá elektrony a vodík za vzniku NADH. Kromě toho se vyrábí ATP. Pro každou z 3 uhlíkových molekul, které jsou zpracovávány glykolýzou, se tvoří dva ATP. Protože existují dvě 3-uhlíkové sloučeniny, vzniknou celkem 4 ATP. Protože však ke spuštění procesu byly použity 2 ATP, existuje čistý zisk 2 ATP. Kyselina pyrohroznová (pyruvát) je ponechána na konci glykolýzy.

Souhrn podrobného popisu glykolýzy

Proces glykolýzy probíhá v cytoplazmě buňky, kde glukóza (C.6H12Ó6) vstupuje do řady reakcí, které:

1. vyžaduje použití 2 ATP,

2. nakonec vede k vytvoření 4 ATP,

3. vede k vytvoření 2 NADH a

4. vede k vytvoření 2 molekul kyseliny pyrohroznové (CH3COCOOH).

Protože ke spuštění procesu jsou použity 2 molekuly ATP a generují se celkem 4 ATP, každá molekula glukózy, která prochází glykolýzou, vytváří čistý výtěžek 2 ATP.

Poté, co pyruvát (kyselina pyrohroznová) vstoupí do mitochondrií, je nejprve ovlivněn enzymem spolu s molekulou známou jako koenzym A (CoA) (obrázek 6.8). Výsledkem jsou tři významné produkty. Atomy vodíku se odstraní a NADH se vytvoří, uhlík se odstraní a vytvoří se oxid uhličitý a vytvoří se 2-uhlíkový fragment, který se dočasně připojí ke koenzymu A za vzniku acetyl-koenzymu A. (Tyto a následné reakce Krebsova cyklu probíhají v tekutině mezi membránami mitochondrií.) Acetylkoenzym A vstupuje do řady reakcí známých jako Krebsův cyklus. Během Krebsova cyklu je acetyl-CoA systematicky demontován. Atomy vodíku se odstraní a zbývající uhlíky se uvolní jako oxid uhličitý (Výhled 6.1).

První krok tohoto procesu zahrnuje acetyl-CoA. Acetylová část komplexu se přenese na 4-uhlíkovou sloučeninu zvanou oxaloacetát (kyselina oxalooctová) a vytvoří se nová molekula 6-uhlíkového citrátu (kyselina citrónová). Koenzym A se uvolňuje, aby se účastnil další reakce s kyselinou pyrohroznovou. Tento nově vytvořený citrát je rozdělen na řadu reakcí, které nakonec produkují oxaloacetát, který byl použit v prvním kroku cyklu (odtud názvy Krebsův cyklus, cyklus kyseliny citrónové a cyklus trikarboxylových kyselin). Sloučeniny vzniklé během tohoto cyklu se nazývají keto kyseliny.

Přitom se elektrony odstraní a spolu s protony se připojí ke koenzymům NAD + a FAD. Většina se připojí k NAD +, ale někteří se připojí k FAD. Když se molekuly pohybují Krebsovým cyklem, uvolní se dostatek energie, která umožní syntézu 1 molekuly ATP pro každý acetyl-CoA, který vstupuje do cyklu. ATP se tvoří z ADP a fosfátu již přítomného v mitochondriích. Pro každou molekulu pyruvátu, která vstupuje do mitochondrií a je zpracována Krebsovým cyklem, se uvolní 3 uhlíky jako 3 molekuly oxidu uhličitého, 5 párů atomů vodíku se odstraní a naváže se na NAD + nebo FAD a vytvoří se 1 molekula ATP. Když byly obě molekuly pyruvátu zpracovány Krebsovým cyklem, (1) všechny původní uhlíky z glukózy byly uvolněny do atmosféry, protože 6 molekul oxidu uhličitého (2) veškerý vodík původně nalezený na glukóze byl přenesen do obou NAD + nebo FAD za vzniku NADH nebo FADH2 a (3) 2 ATP byly vytvořeny přidáním fosfátů k ADP (přehledný obrázek 6.8).

OBRÁZEK ​​6.8. Krebsův cyklus: Podrobný popis

Krebsův cyklus probíhá v mitochondriích. Pyruvát vstupuje do mitochondrií z glykolýzy a převádí se na 2-uhlíkový fragment, který se naváže na koenzym A z acetyl-CoA. S pomocí CoA se 2-uhlíkový fragment (acetyl) spojí se 4-uhlíkovým oxaloacetátem za vzniku 6-uhlíkové citrátové molekuly. Prostřednictvím řady reakcí v Krebsově cyklu jsou elektrony odstraněny a zachyceny NAD + a FAD za vzniku NADH a FADH2, který bude pendlován do systému přenosu elektronů. Uhlíky jsou odstraňovány jako oxid uhličitý. Uvolní se dostatek energie, aby se vytvořil 1 ATP pro každý acetyl-CoA, který vstupuje do cyklu.

Shrnutí podrobného popisu eukaryotického Krebsova cyklu

Krebsův cyklus probíhá v mitochondriích. Pro každou molekulu acetyl-CoA, která vstupuje do Krebsova cyklu:

1. Tři uhlíky z pyruvátu jsou převedeny na acetyl-CoA a uvolněny jako oxid uhličitý (CO2). Jeden CO2 se ve skutečnosti uvolňuje před vytvořením acetyl-CoA.

2. Pět párů vodíků se naváže na vodíkové nosiče a stanou se 4 NADH a 1 FADH2. Jeden z NADH je uvolněn před vstupem acetyl-CoA do Krebsova cyklu.

Elektronový transportní systém

Série reakcí, ve kterých je energie přenášena z elektronů a protonů nesených NADH a FADH2 je známý jako elektronový transportní systém (ETS) (obrázek 6.9). Toto je konečná fáze aerobního buněčného dýchání a je věnována generování ATP. Reakce, které tvoří elektronový transportní systém, jsou sérií oxidačně-redukčních reakcí, při nichž jsou elektrony předávány z jedné molekuly elektronového nosiče do druhé, dokud nejsou nakonec přijaty atomy kyslíku. Záporně nabitý kyslík se spojí s vodíkovými ionty za vzniku vody. Právě tento krok činí proces aerobním. Mějte na paměti, že potenciální energie se zvyšuje, kdykoli jsou věci, které zažívají odpuzující sílu, tlačeny k sobě, například přidáním třetího fosfátu k molekule ADP. Potenciální energie se také zvyšuje vždy, když se od sebe odtrhnou věci, které se navzájem přitahují, jako při oddělení protonů od elektronů.

Podívejme se nyní trochu podrobněji na to, co se děje s elektrony a protony, které jsou přenášeny do systémů přenosu elektronů pomocí NADH a FADH2 a jak se tyto činnosti používají k produkci ATP. Mitochondrie se skládá ze dvou membrán - vnější, uzavírající membrány a vnitřní skládané membrány. Reakce ETS jsou spojeny s touto vnitřní membránou. Ve struktuře membrány je několik komplexů enzymů, které provádějí jednotlivé části reakcí ETS (přehledný obrázek 6.9). Výroba ATP zahrnuje dva samostatné, ale propojené procesy. Elektrony nesené NADH vstupují do reakcí v komplexu enzymů I, kde ztrácejí energii a nakonec jsou zachyceny koenzymem (koenzymem Q). Elektrony z FADH2 vstupují do komplexu enzymů II a také jsou nakonec přeneseny do koenzymu Q. Koenzym Q přenáší elektrony do komplexu enzymů III. V komplexu III elektrony ztrácejí další energii a jsou přenášeny na cytochrom c, který přenáší elektrony do komplexu enzymů IV. V komplexu IV jsou elektrony nakonec přeneseny do kyslíku. Jak elektrony ztrácejí energii v komplexu I, komplexu III a komplexu IV, jsou do mezimembránového prostoru čerpány další protony. Když tyto protony protékají koncentračním gradientem kanály v membráně, enzymy fosforylázy (ATPáza) v membráně jsou schopny využít energii ke generování ATP.

OBRÁZEK ​​6.9. Elektronový transportní systém: Podrobný popis

Většina ATP produkovaného aerobním buněčným dýcháním pochází z ETS. NADH a FADH2 dodávat elektrony enzymům odpovědným za ETS. Ve vnitřní membráně mitochondrií je několik proteinových komplexů, z nichž každý je zodpovědný za část reakcí, které poskytují ATP. Energie elektronů se v malých množstvích vzdává a slouží k pumpování protonů do mezimembránového prostoru. When these protons flow back through pores in the membrane, ATPase produces ATP. The electrons eventually are transferred to oxygen and the negatively charged oxygen ions accept protons to form water.

A total of 12 pairs of electrons and hydrogens are transported to the ETS from glycolysis and the Krebs cycle for each glucose that enters the process. In eukaryotic organisms, the pairs of electrons can be accounted for as follows: 2 pairs are carried by NADH and were generated during glycolysis outside the mitochondrion, 8 pairs are carried as NADH and were generated within the mitochondrion, and 2 pairs are carried by FADH2 and were generated within the mitochondrion.

• For each of the 8 NADHs generated within the mitochondrion, enough energy is released to produce 3 ATP molecules. Therefore, 24 ATPs are released from these electrons carried by NADH.

• In eukaryotic cells, the electrons released during glycolysis are carried by NADH and converted to 2 FADH2 in order to shuttle them into the mitochondria. Once they are inside the mitochondria, they follow the same pathway as the other 2 FADH2s from the Krebs cycle.

The electrons carried by FADH2 are lower in energy. When these electrons go through the series of oxidation- reduction reactions, they release enough energy to produce a total of 8 ATPs. Therefore, a total of 32 ATPs are produced from the hydrogen electrons that enter the ETS.

Finally, a complete accounting of all the ATPs produced during all three parts of aerobic cellular respiration results in a total of 36 ATPs: 32 from the ETS, 2 from glycolysis, and 2 from the Krebs cycle.

Summary of Detailed Description of the Eukaryotic Electron-Transport System

The electron-transport system takes place within the mitochondrion, where:

1. Oxygen is used up as the oxygen atoms accept hydrogens from NADH and FADH2 forming water (H2O).

2. NAD + and FAD are released, to be used over again.

3. Thirty-two ATPs are produced.

What Happens When You Drink Alcohol

Ethyl alcohol (CH3CH2OH) is a 2-carbon organic compound with a single alcoholic functional group. Because it is soluble in water, it is easily absorbed into the bloodstream. After an alcoholic beverage enters the body, it is spread by the circulatory system rapidly throughout the body and enters the brain. The majority of the alcohol is absorbed from the stomach (20%) and small intestine (80%). The more a person drinks, the higher the blood alcohol level. How fast alcohol is absorbed depends on several factors.

1. Food in the stomach slows absorption.

2. Strenuous physical exercise decreases absorption.

3. Drugs (e.g., nicotine, marijuana, and ginseng) increase absorption.

Ninety percent of ethyl alcohol is oxidized in mitochondria to acetate (CH3CH2OH + NAD + → CH3CHO + NADH). The acetate is then converted to acetyl-CoA that enters the Krebs cycle where ATP is produced. Alcohol is high in calories (1g = 7,000 calories, or 7 food calories). A standard glass of wine has about 15 g of alcohol and about 100 kilocalories. The 10% not metabolized is eliminated in sweat or urine, or given off in breath. It takes the liver one hour to deal with one unit of alcohol. A unit of alcohol is:

• 250 ml (1/2 pint) of ordinary strength beer/lager.

• One glass (125 ml/4 fl oz) of wine.

• 47 ml/1.5 oz of sherry/vermouth.

If alcohol is consumed at a rate faster than the liver can break it down, the blood alcohol level rises. This causes an initial feeling of warmth and light-headedness. However, alcohol is a depressant, that is, it decreases the activity of the nervous system. At first, it may inhibit circuits in the brain that normally inhibit a person's actions. This usually results in a person becoming more talkative and active—uninhibited. However, as the alcohol's effect continues, other changes can take place. These include increased aggression, loss of memory, and loss of motor control.

Long-term, excessive use of alcohol can cause damage to the liver, resulting in the development of a fatty liver, alcoholic hepatitis, and alcoholic cirrhosis. It can also interfere with the kidneys' regulation of water, sodium, potassium, calcium, and phosphate and with the kidney's ability to maintain a proper acid-base balance, and produce hormones. It also causes low blood sugar levels, dehydration, high blood pressure, strokes, heart disease, birth defects, osteoporosis, and certain cancers.

Drinking alcohol in moderation does have some health benefits if the beverage contains antioxidants (for example, red wines and dark beers). The antioxidants in red wine (polyphenols) appear to counteract the negative effect of chemicals called free radicals released during metabolism. Free radicals are known to destroy cell components and cause mutations, damage which can lead to heart disease and cancers. Antioxidants protect against this kind of harm by capturing free radicals.

6. For glycolysis, the Krebs cycle, and the electron- transport system, list two molecules that enter and two that leave each pathway.

7. How is each of the following involved in aerobic cellular respiration: NAD + , pyruvic acid, oxygen, and ATP?

If you are the copyright holder of any material contained on our site and intend to remove it, please contact our site administrator for approval.


Pozadí

A major task of synthetic biology is the provision of standardized elements for rapid assembly of predictable recombinant gene expression cassettes [1, 2]. These elements include vectors, selection markers, and most importantly collections of regulatory elements like promoters, transcription terminators, secretory leaders and other signal sequences. Ideally, collections of these parts are cataloged in standardized, easy to assemble formats like BioBrick [3]. Promoters are indispensable parts for synthetic biology approaches [4] and are needed for different expression strength in order to balance the expression levels in a synthetic pathway [5]. There are a plethora of studies which characterize, e.g. constitutive promoters of different strength for Escherichia coli [6], Aspergillus niger [7] or Pichia pastoris [8]. Depending on the application it might be necessary to tightly control the promoter activity. Especially regulated promoters are often strictly host specific, so that they need to be identified, characterized and standardized for the host species of interest, as shown e.g. pro E-coli [9].

Methanol regulated promoters

Methylotrophic yeasts such as P. pastoris (syn. Komagataella sp.) have gained great interest as production hosts for recombinant proteins [10] and more recently also as platform for metabolite production [2]. Both applications require promoter collections of different strength for metabolic and cell engineering to enable and enhance productivity. Promoter libraries were developed based on mutating transcription factor binding sites [11], or by random mutagenesis [8]. Strong constitutive and regulated promoters were identified by transcriptomics studies [12, 13]. Delic et al. [14] described a collection of native regulated promoters of different strength with the main aim of providing repressible promoters for gene knockdown studies. Synthetic core promoters represent a source for transcriptional initiators at different strength, however with the loss of regulatory features [1, 15].

A specific feature of methylotrophic yeasts is the carbon source dependent regulation of the genes involved in methanol metabolism. Recently we have redefined the methanol assimilation pathway of P. pastoris [16], a finding that was initially based on the identification of all genes that are upregulated on methanol as a substrate. These include hitherto unknown genes, controlled by promoters of a wide range of expression strength on methanol (Table 1). Beside different expression levels upon induction by methanol, these promoters feature a wide variety of induction degrees, defined as the ratio of expression levels in the induced state (presence of methanol) vs. the non-induced state (cells grown on glucose or glycerol). Some of these promoters are even deregulated on substrate limit without addition of methanol, illustrating a variety of regulation patterns which can be summarized by correlating the genes according to the similarity of their regulatory behavior in a plethora of different growth conditions, such as different carbon sources [17] or different growth rates, featuring different degrees of substrate limitation [18]. Thus they are allowing controllable expression of genes depending on the needs or growth conditions of the host cells.


Methanogenesis coupled to the Wood–Ljungdahl pathway is one of the most ancient metabolisms for energy generation and carbon fixation in the Archaea. Recent results are sensibly changing our view on the diversity of methane-cycling capabilities in this Domain of Life. The availability of genomic sequences from uncharted branches of the archaeal tree has highlighted the existence of novel methanogenic lineages phylogenetically distant to previously known ones, such as the Methanomassiliicoccales. At the same time, phylogenomic analyses have suggested a methanogenic ancestor for all Archaea, implying multiple independent losses of this metabolism during archaeal diversification. This prediction has been strengthened by the report of genes involved in methane cycling in members of the Bathyarchaeota (a lineage belonging to the TACK clade), representing the first indication of the presence of methanogenesis outside of the Euryarchaeota. In light of these new data, we discuss how the association between methanogenesis and the Wood–Ljungdahl pathway appears to be much more flexible than previously thought, and might provide information on the processes that led to loss of this metabolism in many archaeal lineages. The combination of environmental microbiology, experimental characterization and phylogenomics opens up exciting avenues of research to unravel the diversity and evolutionary history of fundamental metabolic pathways.

The Wood–Ljungdahl (WL) pathway is one of the most important metabolisms for energy generation and carbon fixation ( Berg 2011 ). Although its overall scheme is conserved in Archaea and Bacteria, only the carbonyl branch (CBWL) shares homology, whereas the archaeal and bacterial methyl branches (MBWL) involve different C1-carriers, cofactors, electron transporters, and enzymes ( Fuchs 2011 ). Other than carbon fixation, the WL pathway can act in reverse to produce reducing power from the oxidation of organic compounds during organo-heterotrophic growth ( Vorholt et al. 1995 Schauder et al. 1988 Hattori et al. 2005 ). When using the WL pathway for energy generation and carbon fixation, most bacteria produce acetate as an end product (acetogens) whereas most archaea produce methane (CO 2 -reducing methanogens). The WL pathway has, therefore, been traditionally linked to methanogenesis in the Archaea. Until recently, all known methanogens were known to fall into two classes (Class I and Class II), both belonging to the Euryarchaeota ( fig. 1A ). Irrespective of the type of methanogenesis performed (CO 2 -reducing, acetoclasic, and methylotrophic), the representatives of these two classes have been consistently found to share a common set of enzymes for methanogenesis:

The Methyl-Branch of the archaeal type WL pathway (MBWL).

The N 5 -Methyltetrahydromethanopterin: coenzyme M methyltransferase complex (MTR).

The methyl-coenzyme M reductase complex (MCR).

Schematic views of the archaeal phylogeny including complete genomes available before 2012 (A) and currently (B), based on the literature (see text for details). Fast evolving DPANN lineages are not included as their position is unclear. Red arrows indicate the inferred origin of methanogenesis, with further divergence leading to lineages that retained this metabolism based on experimental characterization or the presence of MCR homologues (in red). Colored circles indicate the type of known and predicted pathways in representatives of the lineages according to the descriptive panel.

Schematic views of the archaeal phylogeny including complete genomes available before 2012 (A) and currently (B), based on the literature (see text for details). Fast evolving DPANN lineages are not included as their position is unclear. Red arrows indicate the inferred origin of methanogenesis, with further divergence leading to lineages that retained this metabolism based on experimental characterization or the presence of MCR homologues (in red). Colored circles indicate the type of known and predicted pathways in representatives of the lineages according to the descriptive panel.

In the case of growth on CO 2 a H. 2 , performed by most Class I and II methanogens (CO 2 -reducing methanogenesis) ( fig. 2A ), CO 2 is sequentially reduced through the MBWL pathway to a methyl-group in a process that requires a reduced low potential ferredoxin (Fd Červené 2− ) for CO 2 activation. The MTR complex then couples the energetically favorable transfer of a methyl-group from terahydromethanopterin (H 4 MPT) to coenzyme M (CoM-SH) with the translocation of sodium outside the cytoplasmic membrane, generating an ion motive force exploitable by an ATP synthase for energy conservation. The MCR complex then catalyzes the formation of CH 4 and CoM–S–S–CoB (also called heterodisulfide) from CoM–S–CH 3 and HS–CoB. In methanogens without cytochromes, a recently described mechanism, called the flavin-based electron bifurcation ( Kaster et al. 2011 ), takes place within the cytoplasmic heterodisulfide reductase (HdrABC)/F 420 -non reducing hydrogenase (MvhADG) complex (referred to as Hdr/Mvh hereafter) to couple the exergonic reduction of heterodisulfide by H 2 to the endergonic reduction of a low potential ferredoxin by H 2 ( fig. 2A ). This Fd Červené 2− is reoxidized at the first step of the MBWL pathway for CO 2 reduction. A membrane bound hydrogenase exploits the chemiosmotic gradient generated during methanogensis to produce additional Fd Červené 2− needed for CO 2 fixation by the WL pathway ( Kaster et al. 2011 ). It should be noted that a certain variability exists around this scheme. For example, within the MBWL pathway the same step can be carried out by different enzymes (e.g., Mtd/Hmd) ( Afting et al. 2000 ). Moreover, the MBWL pathway and the MTR complex are used in reverse during methylotrophic methanogenesis in Methanosarcinales ( Keltjens and Vogels 1993 ) and are not involved for methanogenesis by reduction of methyl-compounds with H 2 ( Fricke et al. 2006 Welander and Metcalf 2008 ).

Different configurations for the associated or independent functioning of the archaeal version of the Wood-Ljungdahl (WL) pathway and methanogenesis. Missing enzymatic complexes and related reactions are shaded in gray. (A) CO 2 -reducing methanogenesis as present in Class I and Class II methanogens without cytochromes. (B) Methanogenesis by reduction of methyl-compounds using H 2 as present in Methanomassiliicoccales. (C) Methanogenesis by reduction of methyl-compounds using H 2 as inferred in Bathyarchaeota BA1, and potential link with the WL pathway in absence of MTR. (D) Carbon fixation using the archaeal WL pathway in absence of methanogenesis, and proposal of a mechanism to generate low potential ferredoxin (Fd Červené 2− ) during sulphate reduction in the case of Archaeoglobales. Carbon fluxes originating from CO 2 or methyl-compounds are shown by red arrows, and carbon fluxes from other sources by blue arrows. Green arrows indicate electron transfers associated with ferredoxins reduction or oxidation. The dotted green arrows in (B) and (C) integrate the electron bifurcation process leading to the generation of an Fd Červené 2− by the Hdr/Mvh complex as described in (A). The reduction of heterodisulfide by Fd Červené 2− in (B) and the reduction of 2H + by Fd Červené 2− in (C) that are coupled to proton translocation across the membrane are not shown. Abbreviations are as follows: MBWL, methyl-branch of the WL pathway CBWL, carbonyl-branch of the WL pathway MTR, N 5 -methyltetrahydromethanopterin: coenzyme M methyltransferase complex MCR, methyl-coenzyme M reductase complex Hdr, cytoplasmic heterodisulfide reductase complex Mvh, F420-non-reducing hydrogenase complex Hdl, cytoplasmic heterodisulfide reductase-like complex Ech, Energy converting hydrogenase complex Fpo, truncated F 420 H 2 hydrogenase H 4 MPT, tetrahydromethanopterin CoM–S–H, coenzyme M CoB–S–H, coenzyme B CoM–S–S–CoB, heterodisulfide Fd/Fd Červené 2− , oxidized/reduced low potential ferredoxin R-CH 3 , methylated compound such as methanol or methylamines DsrC>S, DsrC trisulfide.

Different configurations for the associated or independent functioning of the archaeal version of the Wood-Ljungdahl (WL) pathway and methanogenesis. Missing enzymatic complexes and related reactions are shaded in gray. (A) CO 2 -reducing methanogenesis as present in Class I and Class II methanogens without cytochromes. (B) Methanogenesis by reduction of methyl-compounds using H 2 as present in Methanomassiliicoccales. (C) Methanogenesis by reduction of methyl-compounds using H 2 as inferred in Bathyarchaeota BA1, and potential link with the WL pathway in absence of MTR. (D) Carbon fixation using the archaeal WL pathway in absence of methanogenesis, and proposal of a mechanism to generate low potential ferredoxin (Fd Červené 2− ) during sulphate reduction in the case of Archaeoglobales. Carbon fluxes originating from CO 2 or methyl-compounds are shown by red arrows, and carbon fluxes from other sources by blue arrows. Green arrows indicate electron transfers associated with ferredoxins reduction or oxidation. The dotted green arrows in (B) and (C) integrate the electron bifurcation process leading to the generation of an Fd Červené 2− by the Hdr/Mvh complex as described in (A). The reduction of heterodisulfide by Fd Červené 2− in (B) and the reduction of 2H + by Fd Červené 2− in (C) that are coupled to proton translocation across the membrane are not shown. Abbreviations are as follows: MBWL, methyl-branch of the WL pathway CBWL, carbonyl-branch of the WL pathway MTR, N 5 -methyltetrahydromethanopterin: coenzyme M methyltransferase complex MCR, methyl-coenzyme M reductase complex Hdr, cytoplasmic heterodisulfide reductase complex Mvh, F420-non-reducing hydrogenase complex Hdl, cytoplasmic heterodisulfide reductase-like complex Ech, Energy converting hydrogenase complex Fpo, truncated F 420 H 2 hydrogenase H 4 MPT, tetrahydromethanopterin CoM–S–H, coenzyme M CoB–S–H, coenzyme B CoM–S–S–CoB, heterodisulfide Fd/Fd Červené 2− , oxidized/reduced low potential ferredoxin R-CH 3 , methylated compound such as methanol or methylamines DsrC>S, DsrC trisulfide.

Given the complexity and importance of the methanogenesis pathway, its origin and evolution are key questions. Early phylogenetic analyses showed no evidence for horizontal gene transfer of CO 2 -reducing methanogenesis among methanogens, suggesting a single origin in Euryarchaeota, after the divergence of Thermococcales ( Bapteste et al. 2005 ) ( fig. 1A ). A corollary to such unique origin of methanogenesis was that most present-day non-methanogen lineages within the Euryarchaeota would have lost the capacity to gain energy from this metabolism ( Brochier et al. 2004 ). Methanogenic and non-methanogenic archaea form clearly distinct lineages (at least at the level of orders), suggesting that such losses would have been ancient and relatively rare events ( fig. 1A ). This is notably reflected by the much more important deepness of taxonomic conservation of methanogenesis when compared with other metabolisms ( Martiny et al. 2013 ). In fact, there has been so far no evidence of loss of methanogenesis at small taxonomic scale in Class I and II methanogens. This may be due to the fact that methanogens are not capable to obtain energy from another metabolism, probably a necessary intermediate step toward methanogenesis loss. These aspects distinguish methanogenesis from most other energetic metabolisms that are generally less exclusive within a given clade and more easily transferable. Shifting away from methane-metabolism could take very different directions. For example, Halobacteriales have lost both MTR and MCR complexes as well as the MBWL pathway, and have adapted to radically different conditions (e.g., aerobic environments), helped by an important contribution of lateral gene transfer from Bacteria throughout their evolution ( Nelson-Sathi et al. 2012 Becker et al. 2014 ). In contrast, Archaeoglobales have retained some or all enzymes of the archaeal WL pathway, remnant of their ancestral methane-cycling lifestyle ( Vorholt et al. 1995 Bapteste et al. 2005 ).

With the exception of Archaeoglobales, the archaeal WL pathway has long been thought to be associated to methanogenesis only, and thus specifically linked to the MTR and MCR complexes. This view has been widely altered over the last 3 years, as genomic data from previously poorly characterized archaeal lineages have become available ( fig. 1B ). A first unconventional case showed up with the discovery of a seventh order of methanogens, the Methanomassiliicoccales, phylogenetically unrelated to Class I or Class II methanogens, but rather belonging to the recently proposed superclass Diaforarchaea ( Borrel et al. 2013 Petitjean et al. 2015 ) ( fig. 1B ). Methanomassiliicoccales are distinguished from all previously known methanogens by the complete lack of the archaeal MBWL pathway and the MTR complex ( fig. 2B ) ( Borrel et al. 2013 , 2014 Lang et al. 2015 Söllinger et al. 2016 ). For methanogenesis, they use methyltransferases and corrinoid proteins allowing the transfer of methyl-groups from methanol, methylated-amines, and dimethyl sulfide to HS-CoM ( fig. 2B ). As the archaeal MBWL pathway and MTR complex are missing, methanogenesis in Methanomassiliicoccales is restricted to the reduction of methyl-compounds with H 2 , validated by physiological characterization ( Dridi et al. 2012 Brugère et al. 2014 Lang et al. 2015 ). As in Class I and II methanogens without cytochromes, here Fd Červené 2− are also likely generated by the Hdr/Mvh complex through flavin-based electron bifurcation ( Borrel et al. 2014 ). Energy conservation potentially involves an additional coupling between ferredoxin and heterodisulfide, where the Fd Červené 2− generated by Hdr/Mvh reduces a second heterodisulfide ( Borrel et al. 2014 Lang et al. 2015 Kröninger et al. 2016 ). This reaction is likely operated by the association of a truncated F 420 H 2 hydrogenase (Fpo) and a second heterodisulfide reductase (HdrD), and is coupled to the generation of a chemiosmotic gradient ( fig. 2B ) exploitable by an ATP synthase ( Lang et al. 2015 Kröninger et al. 2016 ). This process represents, a novel way for coupling methanogenesis to energy conservation.

In parallel with the growing availability of genomic data from an ever-wider spectrum of archaeal diversity, large-scale phylogenomic analyses are sensibly changing our view on the early evolution of the third Domain of Life. For example, a recent analysis has proposed a novel root for the archaeal tree lying within the Euryarchaeota ( Raymann et al. 2015 fig. 1B ). According to this novel topology, the first divergence in archaeal diversification would have separated two clusters, one containing Methanococcales, Thermococcales, and the TACK clade, and the other containing all other Euryarchaeota ( fig. 2B ). Because both clusters contain methanogenic lineages, this result suggests that the last common ancestor of Archaea was a methanogen, pushing further back in time the origin of this important metabolism, in agreement with its antiquity ( Liu et al. 2012 ). This also implies even more losses of methanogenesis than currently assumed. Moreover, the hypothesis of a methanogenic ancestor for a cluster that also includes the TACK opened up the possibility for the existence of additional lineages capable of methane metabolism in this clade and related lineages.

This prediction has been met by the recent report of the presence of methane metabolism in the Bathyarchaeota (formerly known as Miscellaneous Crenarchaeota Group) ( Evans et al. 2015 fig. 1B ). This diversified phylum is associated with the TACK and is composed of versatile archaea that can gain energy at least from fermentation, as inferred by the analysis of the first available genomes from uncultured members ( Lloyd et al. 2013 Evans et al. 2015 Sara Lazar et al. 2015 He et al. 2016 ). Stunningly, among those genomes, two (BA1 and BA2) contain genes encoding the MCR complex, and, therefore, likely represent the first methane-cycling archaea not affiliated with Euryarchaeota ( Evans et al. 2015 ). Moreover, in unrooted phylogenies of MCR subunits, Bathyarchaeota sequences are very divergent with respect to Euryarchaeota sequences, suggesting vertical inheritance of these genes in BA1 and BA2, strengthening an ancient origin of methanogenesis ( Evans et al. 2015 ). This suggests even more independent losses of methanogenesis during archaeal evolution ( fig. 1B ).

By which mechanisms methanogenesis could be lost is unknown, but it should involve a transitory state where energy is also gained by an alternative energetic metabolism. In this regard, BA1 and BA2 are exceptionally valuable as they represent the only archaea that likely handle both methane metabolism and an alternative energetic metabolism (i.e., fermentation). If fermentation processes are fully independent from methanogenic ones, BA1 and BA2 could be much closer to lose methanogenesis than any other known methanogen. Interestingly, recently sequenced SG8-32-3 and AD8-1 genomes share 87–89% sequence identity with BA1 and BA2 based on 16S rRNA, but lack MCR and MTR gene homologues, implying that they are not capable of obtaining energy through methanogenesis ( Sara Lazar et al. 2015 ). A variable presence of methane-metabolism at such shallow phylogenetic distance has never been observed previously.

Analysis of the BA1 and BA2 draft genomes (91.6% and 93.8% completeness, respectively) allowed to infer their potential methane-related metabolic capabilities ( Evans et al. 2015 ). Because of the lack of the MTR complex in both genomes, along with the presence of sequences with homology to corrinoid proteins, MtaA/MtbA methyltransferases and novel methyltransferases, it was proposed that methanogenesis in these Bathyarchaeota could occur via reduction of methyl compounds by H 2 , similar to Methanomassiliicoccales ( Evans et al. 2015 ). Interestingly, the analysis of BA1 revealed yet another variation on the theme of methanogenesis and the archaeal WL pathway. In fact, BA1 harbors both the WL pathway and the MCR complex, without the MTR complex that links the two in Class I and Class II methanogens ( fig. 2C Evans et al. 2015 ). For energy conservation, an Hdr/Mvh complex could produce Fd Červené 2− through flavin-based electron bifurcation, as described in other methanogens, and an energy-converting hydrogenase (Ech) could reduce protons with those Fd Červené 2− to generate a chemiosmotic gradient. However, no evidence for the presence of an ATP synthase that could exploit this gradient was found in BA1 and BA2 genomes or in their source metagenomes ( Evans et al. 2015 ). Therefore, an alternative hypothesis may be proposed, where the Fd Červené 2− generated by methanogenesis from H 2 -dependent reduction of methyl compounds might be used for CO 2 reduction in the archaeal WL pathway ( fig. 2C ). The produced acetyl-CoA could be both integrated into biomass and converted into acetate for ATP generation ( fig. 2C ). In other words, the reducing power produced by methanogenesis from H 2 -dependent reduction of methyl compounds would be used in reductive acetogenesis for carbon fixation and energy conservation.

Might this hypothetical alternative coupling of methanogenesis and the archaeal WL pathway be more fragile than the one that has a connection through the MTR complex? And would this make it easier to replace methanogenesis by another source of reducing power for the archaeal WL pathway? Alternative energetic coupling for carbon fixation with the archaeal WL pathway has long been restricted to Archaeoglobales ( fig. 2D ). This case might be no longer unique as the presence of the archaeal WL pathway in the absence of MCR and MTR complexes has now been reported from an increasing number of archaeal lineages ( fig. 1B ), within the Bathyarchaeota ( Sara Lazar et al. 2015 He et al. 2016 ), the Altiarchaeales ( Probst et al. 2014 ), the Hadesarchaea/MSBL-1 (Baker et al. 2016 Mwirichia et al. 2016), the Lokiarchaeota ( Sousa et al. 2016 ), and the Thorarchaeota ( Seitz et al. 2016 ). As suggested for Archaeoglobales, the presence of the archaeal WL pathway in these lineages might be the remnant of a previous association with methanogenesis. The studies describing these novel archaea have discussed the direction of the WL pathway (CO 2- reduction to acetyl-CoA or oxidation of acetyl-CoA to CO 2 ). However, mechanisms to generate low potential reduced ferredoxin for CO 2 -reduction by the archaeal WL pathway in the absence of methanogenesis remain to be elucidated. It was shown that during sulfate reduction, Archaeoglobus fulgidus generates two disulfide bonds on the DsrC protein (forming a DsrC trisulfide) that are reduced by a membrane bound heterodisulfide reductase-like enzyme for energy conservation ( Santos et al. 2015 ). Interestingly, Archaeoglobales representatives also possess a cytoplasmic complex very similar to the Hdr/Mvh complex present in methanogens ( Mander et al. 2004 ). The hypothesis could thus be made that the Fd red 2 − required for carbon fixation might be generated through an electron bifurcation mechanism akin to the process taking place in methanogens, with DsrC trisulfide replacing CoM–S–S–CoB ( fig. 2D ). In the other lineages of non-methanogens bearing the archaeal WL pathway ( fig. 1B ), homologues of HdrABC and sometimes MvhADG/FrhAB/Hyd hydrogenases have been identified and might be involved in the processes of Fd red 2 − generation, with potentially new types of energetic coupling that remain to be fully explored. Alternatively, the archaeal WL pathway might also be used in reverse in these novel archaeal lineages to produce reducing power from the oxidation of organic compounds, as observed in Archaeoglobales growing organo-heterotrophically ( Klenk et al. 1997 ).

The classical association of methanogenesis with the archaeal WL pathway appears to be less and less the rule (e.g., MCR without WL/MTR and WL without MTR/MCR), and potentially more flexible than previously thought. First, the larger phylogenetic distribution of methanogens without WL/MTR underlines the increasing importance of methanogenesis based on the reduction of methyl compounds by H 2 , whose environmental relevance might have been underestimated, as well as its potential antiquity. This is further strengthened by the recent report of this metabolic conformation in a proposed novel class of methanogens named “ Candidatus Methanofastidiosa” (formerly known as WSA2) ( Nobu et al. 2016 ). Second, among the growing number of archaeal lineages that harbor the WL pathway in the absence of MTR and MCR complexes, it might be wondered whether Fd red 2 − generation processes alternative to the ones driven by methanogenesis represent recent adaptations, or if some of them might have been already present early in evolution.

Future genomic and metabolic exploration of still uncharacterized archaeal lineages, notably those with potential for methane metabolism ( Lever & Teske 2015 Lloyd 2015 Lever 2016 ), promises exciting information on the diversity and evolution of methanogenesis, its connection with the WL pathway, and its loss through different mechanisms and transitory states linked to alternative ways for energy conservation.


Podívejte se na video: Alcotes Yakma Testi (Listopad 2021).