Informace

Proč buňka potřebuje siRNA?


Moje otázka se týká malých nekódujících RNA. miRNA a siRNA jsou známé pro regulaci mRNA. miRNA může transkripčně inhibovat a degradovat mRNA jejím rozříznutím. Pro inhibici je pouze malý fragment (semeno) miRNA komplementární k mRNA, zatímco pro degradaci miRNA a mRNA musí dosáhnout 100% shody. siRNA je téměř stejná molekula a její jedinou funkcí je 100% porovnat mRNA a degradovat ji.

Pokud se tedy zdá, že siRNA je pouze podtyp miRNA, můžeme to potvrdit? Nebo existují nějaké další rozdíly, které dělají z těchto dvou molekul různé druhy malých nekódujících RNA?


Pokud se tedy zdá, že siRNA je pouze podtyp miRNA, můžeme to potvrdit? Nebo existují nějaké jiné rozdíly, díky nimž jsou tyto dvě molekuly různými druhy malých nekódujících RNA?

siRNA a miRNA nejsou identické, ale podobné. Považovat je za podobné jevy v biologii není nesprávné, ale historie je odděluje a existují malé rozdíly. Oba jsou zpracovány uvnitř buňky enzymem Dicer a začleněny do komplexu RISC, kde je jejich cíl degradován („interference RNA“). Existují však důležité rozdíly, pokud chcete být naprosto správní.

siRNA je typicky exogenní (zavlečený zvenčí viry nebo inženýrstvím). Obvykle má 100% doplněk k cílové mRNA, protože chceme omezit vazbu mimo cíl. Pokud jsou dobře navrženy, cílí pouze na zamýšlený cíl a kontroluje se, že jsou nekompatibilní s jinými potenciálními cíli mRNA, tj. Jsou navrženy tak, aby byly specifické.

miRNA je endogenní (vyskytuje se přirozeně v buňkách) a je jednovláknový in vivo. Jeho doplňkové služby nejsou vždy 100% dokonalé a často mají více cílů. To je hlavní rozdíl mezi těmito dvěma. Spáruje se s cílovou mRNA nedokonale; jednoduše inhibuje translaci (produkci proteinu z mRNA). Ve vzácných případech, kdy je to dokonalá shoda, způsobí štěpení a zničení cílové mRNA stejně jako siRNA. Pokud si dobře pamatuji, rostlinné miRNA mají na rozdíl od zvířecích miRNA obvykle dokonalou komplementaritu se svými cíli. miRNA jsou také odvozeny z kratších produktů kmenové RNA než siRNA.

Jak pravděpodobně víte, oba jsou nekódující RNA a nezadávají ribozomy pro translaci. Mají podobné účinky na genovou expresi. Pokud vás zajímají úplně první zprávy o obou druzích RNA, zde je:

miRNA objeven v roce 1993 v červech.

siRNA objeven v roce 1999 v rostlinách.

Všimněte si fráze antisense RNA v obou titulech. Zajímavý!

Další čtení, v případě zájmu.

Proč buňka potřebuje siRNA?

To je velmi odlišná otázka. Proč? Pravděpodobně doladit výraz jejích genů. Malé druhy RNA se mohou akumulovat, agregovat a regulovat hladiny mRNA způsoby, které uvnitř jádra na úrovni transkripce DNA pravděpodobně nejsou možné. Malé RNA jsou také chápány jako epigenetické a fungují v cytoplazmě a endoplazmatickém retikulu!


SiRNA a jak se používá

Opabinia regalis / Wikimedia Commons

siRNA, což je zkratka pro malou interferující ribonukleovou kyselinu, je třída dvouvláknových molekul RNA. Někdy je známá také jako krátká interferující RNA nebo umlčující RNA.

Malá interferující RNA (siRNA) jsou malé kousky dvouvláknové (ds) RNA, obvykle asi 21 nukleotidů dlouhé, s převisem 3 '(vyslovuje se jako třípramenný) (dva nukleotidy) na každém konci, který lze použít k „interferenci“ s translace proteinů vazbou na a podporou degradace messengerové RNA (mRNA) ve specifických sekvencích.


Ribozomy uvolňují cestu pro cílení siRNA

Vizualizace siRNA cílení jednotlivých mRNA v živých buňkách odhaluje, že procházející ribozomy dočasně rozvíjejí mRNA a vystavují ji rozpoznávání siRNA. Tento efekt je způsoben pomalou reorganizací mnoha slabých, neoptimálních interakcí v rámci mRNA.

Krátké interferující RNA (siRNA) umlčují expresi cizích genů párováním bází s komplementárním místem v transkriptech RNA v procesu známém jako interference RNA (RNAi) 1. Díky své schopnosti snížit expresi specifických genů byly siRNA vyvinuty pro biotechnologické aplikace a pro jejich terapeutický potenciál. Cílová místa siRNA jsou často maskována sekundární strukturou mRNA, což činí umlčení neúčinným 2,3,4. Toto pozorování vyvolává otázku, jak se mRNA stanou přístupnými siRNA a dalším regulačním faktorům. V tomto čísle Nature Structural & amp Molecular Biology, Ruijtenberg a kol. 5 odpovězte na tuto otázku přímým měřením kinetiky cílení siRNA na jednotlivé mRNA v živých buňkách. Pozoruhodně zjistili, že siRNA působí účinněji, když jsou mRNA aktivně translatovány, a ukazují, že procházející ribozomy zmírňují maskovací účinek sekundární struktury mRNA. Navíc na základě změn v přístupnosti cílového místa v průběhu času autoři chytře odhadují kinetiku skládání mRNA in vivo a poskytují nové informace o typech struktur tvořených sekvencemi kódujícími mRNA.


Vypnutí rakovinotvorných genů

Za posledních 40 let se vědci hodně naučili, jak se buňky stávají rakovinnými. Některé z těchto znalostí se přenesly do nové léčby, ale lékaři jsou většinou nuceni spoléhat se na standardní chemoterapii a ozařování, které mohou pacientům způsobit téměř stejné škody jako nádorům. Tato série dívá se na cílené léčby, které jsou na obzoru, a na to, co je třeba udělat, aby se staly realitou.

Jedna rakovinná buňka může obsahovat desítky nebo dokonce stovky mutantních genů. Některé z těchto genů nařizují buňce růst abnormálně velkých, jiné jí říkají, aby se opakovaně rozdělila nebo se oddělila a toulala se po těle a hledala nový domov.

Co kdybyste mohli vypnout jeden, dva nebo dokonce tucet těchto genů najednou? Někteří vědci se domnívají, že se jim to brzy podaří prostřednictvím interference RNA, což je přirozený proces, který se děje v buňkách. Profesor institutu MIT Phillip Sharp to nazývá jedním z nejslibnějších nových léčebných postupů ve vývoji rakoviny.


Struktura RNA polymerázy II
Obrázek: David Bushnell, Ken Westover a Roger Kornberg, Stanfordská univerzita

Aby buňka splnila svůj genetický osud, musí být informace přenesena z DNA v jádru do ribozomu, části buňky, kde se tvoří bílkoviny. Interference RNA narušuje tento tok pomocí útržků genetického materiálu, známého jako siRNA (krátká interferující RNA). SiRNA se váže na molekuly mRNA (messenger RNA) a ničí mRNA dříve, než může doručit pokyny ribozomu.

"Nabízí potenciál vypnout v podstatě jakýkoli gen v buňce," říká Daniel Anderson, člen Institutu Davida H. Kocha z MIT pro integrativní výzkum rakoviny. To znamená, že vědci se mohou pokusit vypnout geny, které způsobují rozpad rakovinotvorných buněk, které se vymykají kontrole a vymanily se ze svých obvyklých omezení cestovat tělem, aby začaly nové nádory.

"Je to skvělý teoretický obraz," říká Sharp, jehož bývalý postdoktor Andrew Fire získal v roce 2006 Nobelovu cenu za Craiga Mella za objev interference RNA. Otázka zní: „Dokážete to proměnit z teorie ve skutečnost?“ Věří, že odpověď je ano, pokud lze vyřešit jednu zásadní technickou výzvu: jak bezpečně a efektivně dodávat velké dávky siRNA do nádorů a přitom se vyhýbat zdravým tkáním.

Dodávka, dodání, dodání

Získat RNA do buňky není snadný úkol. RNA je velká, negativně nabitá molekula - přesně taková věc, kterou se buňky normálně snaží držet mimo. Vědci byli schopni proklouznout siRNA přes buněčné membrány tím, že je zabalili do jiných molekul, aby zamaskovali své negativní náboje, ale jakmile je uvnitř, musí být RNA uvolněna ze svého obalu.

Dodávka je „překážkou číslo jedna“, s níž se potýká interference RNA, neboli RNAi, říká Steven Dowdy, profesor molekulární medicíny na Kalifornské univerzitě v San Diegu. "Pokud to nemůžete dodat, nefunguje to."

Před šesti lety Dowdy-který byl na počátku devadesátých let postdoktorandem v institutu Whitehead-upustil od svého výzkumu v oblasti dodávání proteinů potlačujících nádor, aby mohl RNAi využívat jako terapii rakoviny. "Neexistuje nic, co by se dalo srovnávat s potenciálem RNA," říká. "Problémem každého léku používaného dnes proti rakovině je, že nemůže být přizpůsoben." Se siRNA můžete lék přizpůsobit vývoji rakoviny. “

Předpokládá, že za 10 nebo 20 let budou lékaři schopni sekvenovat nádor jednotlivého pacienta, aby zjistili, které geny způsobující rakovinu byly aktivovány, a poté dodat siRNA specifickou pro tento gen. Proces by se mohl opakovat s jakýmikoli rakovinotvornými buňkami, které přežijí první kolo, čímž se rakovina stane zvládnutelným stavem.

Právě teď je jedním z předních kandidátů na dodávku RNAi typ mastné molekuly nazývaný lipidoid, který se může snadno spojit s buněčnou membránou a uložit její užitečné zatížení RNA dovnitř.

Anderson, profesor institutu MIT Robert Langer a další ve své laboratoři vyvinuli lipidoidy dodávající RNA, které mohou vypnout 10 genů najednou v játrech myší. Měli také úspěch zaměřený na rakovinu vaječníků. Ve studii zveřejněné loni v Sborník Národní akademie vědAnderson a jeho kolegové ukázali, že vypnutím genu nazývaného claudin-3 u myší s nádory vaječníků mohou dramaticky snížit růst nádoru a metastázy.

Klinické studie s novými lipidoidy jsou pravděpodobně nejméně za rok, říká Anderson, protože tým potřebuje provést další studie na zvířatech a potřebuje financování na výrobu částic ve velkém měřítku.

Lipidoidy řeší dva hlavní problémy - dostat RNA do buněk a poté uvolnit RNA, jakmile je uvnitř, ale stále je třeba vyřešit problémy, říká Dowdy. Lipidoidové částice jsou extrémně velké ve srovnání s molekulami RNA, které dodávají, což může bránit jejich schopnosti dostat se do malých kapilár a dosáhnout nádorových buněk. "Je to jako dodávat tucet vajec v 18kolovém nákladním autě," říká. "Chrání vajíčka dobře, ale v určitém okamžiku se budete muset dostat dolů do některých obytných postranních ulic."

Nulování nádorů

V ideálním případě by potenciální terapie RNAi vstoupila pouze do rakovinných buněk a vyhnula se zdravým buňkám. Aby pomohli RNA vynulovat nádorové buňky, výzkumníci zkoumají způsoby, jak posypat povrch lipidoidů (nebo jiných nosičů RNA) proteiny, které se vážou na molekuly zobrazené ve velkém počtu na nádorových buňkách, ale ne na zdravých buňkách. Mezi potenciální cíle patří protein zvaný p32, který se podílí na metabolismu nádorových buněk, a receptory folátu, které pomáhají nádorovým buňkám získat folát, který potřebují k rychlé produkci nové DNA při jejich dělení.

Využití RNAi ke specifickému zaměření orgánů, jako jsou játra, může pomoci vyhnout se některým vedlejším účinkům, které se obvykle vyskytují u tradičních léků proti rakovině, říká Stuart Pollard, viceprezident pro vědeckou a obchodní strategii ve společnosti Alnylam, společnosti založené profesorem Sharpem a MPO Davidem Bartelem v 2002 k provádění terapií RNAi.

V loňském roce zahájil Alnylam klinické studie fáze I u pacientů s rakovinou jater pro léčbu RNAi, která se zaměřuje na dva geny-vaskulární endoteliální růstový faktor (VEGF), který umožňuje nádorům stimulovat růst vlastního krevního zásobení, a protein kinezinového vřetene, který je rozhodující pro dělení buněk.

"Jsou velmi cílené na játra, což by jim mělo umožnit vyhnout se jiným tkáním, jako je střevo a imunitní systém," které léky na rakovinu často poškozují, říká Pollard. Počáteční výsledky studie, která byla navržena tak, aby testovala bezpečnost léčiv, nikoli účinnost, ukazují, že pacienti drogu dobře snášejí.

V Sharpově laboratoři vědci pracují na RNAi, aby vypnuli gen pro PARP1, enzym zapojený do cesty opravy DNA běžně používané buňkami rakoviny vaječníků s mutací BRCA1. Zaměřují se také na mRNA, která kóduje variantní formu enzymu pyruvát kinázy, o kterém se věří, že je nezbytný pro metabolismus nádorových buněk.

Sharp, který je také členem Kochova institutu, je optimistický v tom, že s dostatečným úsilím lze překonat technické výzvy, které představuje RNAi. "Pokud bude problém považován za dostatečně důležitý, budeme schopni ho vyřešit," říká.


Reference

Dunoyer, P. a kol. Malé duplexy RNA fungují jako mobilní umlčovací signály mezi rostlinnými buňkami. Věda 328, 912–916 (2010). Poprvé ukazuje, že duplexy siRNA o délce 21 nt jsou zodpovědné za šíření RNAi na krátké vzdálenosti v rostlinách.

Molnar, A. a kol. Malé umlčující RNA v rostlinách jsou mobilní a přímou epigenetickou modifikací v buňkách příjemce. Věda 328, 872–875 (2010). Předvádí elegantní kombinaci roubování a hlubokého sekvenování, která ukazuje, že 24-nt dlouhé siRNA jsou zodpovědné za přenos efektů RNAi na dlouhé vzdálenosti skrz phloem.

Dunoyer, P. a kol. Endogenní, systémová dráha RNAi v rostlinách. EMBO J. 29, 1699–1712 (2010).

Melnyk, C. W., Molnar, A., Bassett, A. & amp Baulcombe, D. C. Mobile 24 nt malých RNA přímé umlčování transkripčního genu v kořenových meristémech Arabidopsis thaliana. Curr. Biol. 21, 1678–1683 (2011).

Winston, W. M., Molodowitch, C. & amp Hunter, C. P. Systemic RNAi in C. elegans vyžaduje domnělý transmembránový protein SID-1. Věda 295, 2456–2459 (2002). První molekulární charakterizace a C. elegans protein, který je specificky vyžadován pro šíření RNAi.

Voinnet, O., Lederer, C. & amp Baulcombe, D. C. Virový pohybový protein brání šíření signálu umlčení genu v Nicotiana benthamiana. Buňka 103, 157–167 (2000). Ukazuje, že viry vyvinuly mechanismy pro cílení mobilní RNA, což naznačuje důležitou funkci pro mobilní RNAi v antivirové obraně.

Carlsbecker, A. a kol. Buněčná signalizace mikroRNA165/6 řídí osud kořenových buněk závislý na dávce. Příroda 465, 316–321 (2010). Ukazuje mobilitu miRNA krátkého dosahu v rostlinách a že hraje roli ve specifikaci vývoje kořene.

Ashe, A. a kol. piRNA mohou spustit zárodečnou epigenetickou paměť v zárodečné linii C. elegans. Buňka 150, 88–99 (2012).

Shirayama, M. a kol. piRNA iniciují epigenetickou paměť nesobé RNA v C. elegans zárodečná linie. Buňka 150, 65–77 (2012).

Buckley, B. A. a kol. Jaderná Argonaute podporuje vícegenerační epigenetickou dědičnost a zárodečnou nesmrtelnost. Příroda 489, 447–451 (2012). Ukazuje spolu s odkazy 8 a 9, že piRNA a RNAi indukují transgenerační epigenetické umlčení v C. elegans.

Weiberg, A. a kol. Plísňové malé RNA potlačují imunitu rostlin únosem interferenčních cest hostitelské RNA. Věda 342, 118–123 (2013). Hlásí přenos malých RNA mezi druhy.

Palauqui, J. C., Elmayan, T., Pollien, J. M. & amp Vaucheret, H. Systemické získané umlčení: transgenně specifické posttranskripční umlčení je přenášeno roubováním ze umlčených zásob do nemlčených potomků. EMBO J. 16, 4738–4745 (1997).

Voinnet, O., Vain, P., Angell, S. & amp Baulcombe, D. C. Systémové šíření degradace transgenní RNA specifické pro sekvenci v rostlinách je zahájeno lokalizovaným zavedením ektopické DNA bez promotoru. Buňka 95, 177–187 (1998).

Voinnet, O. & amp Baulcombe, D. C. Systémová signalizace při umlčování genů. Příroda 389, 553 (1997).

Hamilton, A., Voinnet, O., Chappell, L. & amp Baulcombe, D. Dvě třídy krátké interferující RNA v umlčování RNA. EMBO J. 21, 4671–4679 (2002).

Brosnan, C. A. & amp Voinnet, O. Pohyb siRNA mezi buňkami a na dálku v rostlinách: mechanismy a biologické důsledky. Curr. Opin. Plant Biol. 14, 580–587 (2011).

Dunoyer, P., Himber, C., Ruiz-Ferrer, V., Alioua, A. & amp Voinnet, O. Intra- a intercelulární RNA interference v Arabidopsis thaliana vyžaduje komponenty mikroRNA a heterochromatické cesty umlčování. Nature Genet. 39, 848–856 (2007).

Smith, L. M. a kol. Protein SNF2 spojený s umlčováním jaderné RNA a šířením ztišujícího signálu mezi buňkami v Arabidopsis. Rostlinná buňka 19, 1507–1521 (2007).

Buhtz, A., Springer, F., Chappell, L., Baulcombe, D. C. & amp Kehr, J. Identifikace a charakterizace malých RNA z floému Brassica napus. Závod J. 53, 739–749 (2008).

Varkonyi-Gasic, E., Gould, N., Sandanayaka, M., Sutherland, P. & amp MacDiarmid, R. M. Characterization of microRNAs from apple (Malus domestica 'Royal Gala') cévní tkáň a floemová míza. BMC Plant Biol. 10, 159 (2010).

Molnar, A., Melnyk, C. & amp Baulcombe, D. C. Umlčení signálů v rostlinách: dlouhá cesta pro malé RNA. Genome Biol. 12, 215 (2011).

Melnyk, C. W., Molnar, A. & amp Baulcombe, D. C. Intercelulární a systémový pohyb signálů umlčujících RNA. EMBO J. 30, 3553–3563 (2011).

Zhou, G.-K., Kubo, M., Zhong, R., Demura, T. & amp Ye, Z.-H. Nadměrná exprese miR165 ovlivňuje apikální tvorbu meristému, ustavení polarity orgánů a vývoj cév v Arabidopsis. Plant Cell Physiol. 48, 391–404 (2007).

Miyashima, S., Koi, S., Hashimoto, T. & amp Nakajima, K. Non-cell-autonomní microRNA165 působí způsobem závislým na dávce, aby regulovala stav vícenásobné diferenciace v Arabidopsis vykořenit. Rozvoj 138, 2303–2313 (2011).

Pant, B. D., Buhtz, A., Kehr, J. & amp Scheible, W.-R. MicroRNA399 je signál na dálku pro regulaci homeostázy rostlinného fosfátu. Závod J. 53, 731–738 (2008).

Lin, S.-I. a kol. Regulační síť microRNA399 a PHO2 systémovou signalizací. Plant Physiol. 147, 732–746 (2008).

Fire, A. a kol. Silná a specifická genetická interference dvojvláknovou RNA v Caenorhabditis elegans. Příroda 391, 806–811 (1998). První demonstrace RNAi v C. elegans , který již poskytuje jasný důkaz, že RNAi se systémově šíří po celém organismu.

Timmons, L. & amp Fire, A. Specifická interference požitou dsRNA. Příroda 395, 854 (1998). Zjištění, že C. elegans může spolknout dsRNA a zpracovat ji, aby umlčela endogenní geny.

Timmons, L., Court, D. L. & amp Fire, A. Požití bakteriálně exprimovaných dsRNA může způsobit specifické a silné genetické interference v Caenorhabditis elegans. Gen 263, 103–112 (2001).

Hinas, A., Wright, A. J. & amp Hunter, C. P. SID-5 je protein spojený s endosomem potřebný pro efektivní systémovou RNAi v C. elegans. Curr. Biol. 22, 1938–1943 (2012).

Winston, W. M., Sutherlin, M., Wright, A. J., Feinberg, E. H. & amp Hunter, C. P. Caenorhabditis elegans SID-2 je vyžadován pro interferenci RNA prostředí. Proč. Natl Acad. Sci. USA 104, 10565–10570 (2007). Identifikuje protein kanálu zodpovědný za příjem dsRNA z prostředí podle C. elegans.

Jose, A. M., Kim, Y. A., Leal-Ekman, S. & amp Hunter, C. P. Konzervovaná tyrosinkináza podporuje import umlčující RNA do Caenorhabditis elegans buňky. Proč. Natl Acad. Sci. USA 109, 14520–14525 (2012).

Feinberg, E. H. & amp Hunter, C. P. Transport dsRNA do buněk transmembránovým proteinem SID-1. Věda 301, 1545–1547 (2003).

Shih, J. D., Fitzgerald, M. C., Sutherlin, M. & amp Hunter, C. P. Dvouřetězcový transportér RNA SID-1 není selektivní pro délku dsRNA. RNA 15, 384–390 (2009).

Saleh, M.-C. a kol. Endocytová dráha zprostředkovává buněčný vstup dsRNA k indukci umlčení RNAi. Nature Cell Biol. 8, 793–802 (2006).

Jose, A. M., Garcia, G. A. & amp Hunter, C. P. Mezi nimi se pohybují dvě třídy umlčujících RNA Caenorhabditis elegans papírové kapesníky. Přírodní struktura. Mol. Biol. 18, 1184–1188 (2011).

Parrish, S. & amp Fire, A. Zřetelné role pro RDE-1 a RDE-4 během interference RNA v Caenorhabditis elegans. RNA 7, 1397–1402 (2001).

Tabara, H. a kol. Gen rde-1, interference RNA a ztišení transpozonu C. elegans. Buňka 99, 123–132 (1999).

Pak, J., Maniar, J. M., Mello, C. C. & amp Fire, A. Ochrana před dopřednou amplifikací v zesíleném mechanismu RNAi. Buňka 151, 885–899 (2012).

Aphasizhev, R. RNA uridylyltransferázy. Buňka. Mol. Life Sci. 62, 2194–2203 (2005).

McEwan, D. L., Weisman, A. S. & amp Hunter, C. P. Příjem extracelulární dvouvláknové RNA pomocí SID-2. Mol. Buňka 47, 746–754 (2012).

Sundaram, P., Echalier, B., Han, W., Hull, D. & amp Timmons, L. Kazetové transportéry vázající ATP jsou nutné pro efektivní interferenci RNA v Caenorhabditis elegans. Mol. Biol. Cel. 17, 3678–3688 (2006).

Nuez, I. & amp. Félix, M.-A. Vývoj citlivosti na požité dvouvláknové RNA u háďátek Caenorhabditis. PLOS ONE 7, e29811 (2012).

Ibrahim, H. M. M. a kol. Posttranskripční umlčení genů háďátka kořenového uzlu v transformovaných kořenech sóji. Exp. Parazitol. 127, 90–99 (2011).

Maule, A. G. a kol. Oko na RNAi u hlístic parazitů. Trendy Parazitol. 27, 505–513 (2011).

Baulcombe, D. Silencing RNA v rostlinách. Příroda 431, 356–363 (2004).

Brodersen, P. & amp Voinnet, O. Rozmanitost cest umlčujících RNA v rostlinách. Trends Genet. 22, 268–280 (2006).

Bologna, N. G. & amp Voinnet, O. Diverzita, biogeneze a aktivity endogenního umlčování malých RNA v Arabidopsis. Annu. Rev. Plant Biol. 65, 473–503 (2014).

Havelda, Z., Hornyik, C., Crescenzi, A. & amp Burgyán, J. In situ charakterizace posttranskripčního genu vyvolaného infekcí Cymbidium Ringspot Tombusvirus v Nicotiana benthamiana. J. Virol. 77, 6082–6086 (2003).

Deleris, A. a kol. Hierarchické působení a inhibice rostlinných proteinů podobných Dicerům v antivirové obraně. Věda 313, 68–71 (2006).

Guo, H. S. & amp Ding, S. W. Virový protein inhibuje signální aktivitu dlouhého dosahu signálu ztišujícího gen. EMBO J. 21, 398–407 (2002).

Hamera, S., Song, X., Su, L., Chen, X. & amp Fang, R. Supresor 2b viru mozaiky z okurky se váže na malé RNA související s AGO4 a narušuje aktivity AGO4. Závod J. 69, 104–115 (2012).

Duan, C.-G. a kol. Potlačení Arabidopsis ARGONAUTE1-zprostředkované krájení, transgenem indukované umlčování RNA a methylace DNA odlišnými doménami proteinu 2b viru mozaiky okurky. Rostlinná buňka 24, 259–274 (2012).

Lu, R. a kol. Replikace zvířecího viru a antivirové tlumení zprostředkované RNAi v Caenorhabditis elegans. Příroda 436, 1040–1043 (2005).

Li, H., Li, W. X. & amp Ding, S. W. Indukce a potlačení umlčování RNA zvířecím virem. Věda 296, 1319–1321 (2002).

Wilkins, C. a kol. Interference RNA je antivirový obranný mechanismus Caenorhabditis elegans. Příroda 436, 1044–1047 (2005).

Schott, D. H., Cureton, D. K., Whelan, S. P. & amp Hunter, C. P. Antivirová role interferenčního stroje RNA v Caenorhabditis elegans. Proč. Natl Acad. Sci. USA 102, 18420–18424 (2005).

Félix, M.-A. a kol. Přírodní a experimentální infekce háďátek Caenorhabditis novými viry souvisejícími s nodaviry. PLoS Biol. 9, e1000586 (2011).

Ashe, A. a kol. Deleční polymorfismus v Caenorhabditis elegans Homolog RIG-I deaktivuje kostky virové RNA a antivirovou imunitu. eLife 2, e00994 (2013).

Duchaine, T. F. a kol. Funkční proteomika odhaluje biochemický výklenek C. elegans DCR-1 ve více drahách zprostředkovaných malou RNA. Buňka 124, 343–354 (2006).

Lu, R., Yigit, E., Li, W. X. & amp Ding, S. W. RNA helikáza podobná RIG-I zprostředkovává antivirové RNAi za biogenezí virové siRNA v Caenorhabditis elegans. PLoS Pathog. 5, e1000286 (2009).

Rehwinkel, J. & amp Reis e Sousa, C. RIGorous detection: exponing virus through RNA sensing. Věda 327, 284–286 (2010).

Corrêa, R. L., Steiner, F. A., Berezikov, E. & amp Ketting, R. F. BioGeneze siRNA řízená mikroRNA v Caenorhabditis elegans. PLoS Genet. 6, e1000903 (2010).

Sarkies, P., Ashe, A., Le Pen, J., McKie, M. A. & amp Miska, E. A. Soutěž mezi virem odvozenými a endogenními malými RNA reguluje genovou expresi v Caenorhabditis elegans. Genome Res. 23, 1258–1270 (2013).

Shivaprasad, P. V. a kol. Superrodina microRNA reguluje repetice bohaté na leucin a nukleotidové vazebné místo a další mRNA. Rostlinná buňka 24, 859–874 (2012).

Marín-González, E. & amp Suárez-López, P. „A přesto se to pohybuje“: signalizace z buňky do buňky a na dálku rostlinnými mikroRNA. Plant Sci. 196, 18–30 (2012).

Lee, H.-C. a kol. C. elegans piRNA zprostředkovávají celo genomové sledování zárodečných transkriptů. Buňka 150, 78–87 (2012).

Seth, M. a kol. The C. elegans CSR-1 AGO dráha působí proti epigenetickému umlčení za účelem podpory exprese zárodečného genu. Dev. Buňka 27, 656–663 (2013).

Wedeles, C. J., Wu, M. Z. & amp Claycomb, J. M. Ochrana genové exprese zárodečné linie pomocí C. elegans Argonaute CSR-1. Dev. Buňka 27, 664–671 (2013).

Tijsterman, M., May, R. C., Simmer, F., Okihara, K. L. & amp Plasterk, R. H. A. Geny potřebné pro systémovou interferenci RNA v Caenorhabditis elegans. Curr. Biol. 14, 111–116 (2004).

Zhang, C. a kol. The Caenorhabditis elegans Komplex RDE-10/RDE-11 reguluje RNAi podporou sekundární amplifikace siRNA. Curr. Biol. 22, 881–890 (2012).

Lee, R. C., Feinbaum, R. L. & amp Ambros, V. The C. elegans heterochronní gen lin-4 kóduje malé RNA s antisense komplementaritou k lin-14. Buňka 75, 843–854 (1993).

Zhang, H. & amp Fire, A. Z. Autonomní specifikace buňky časové identity od Caenorhabditis elegans mikroRNA lin-4. Dev. Biol. 344, 603–610 (2010).

Heard, E. & amp Martienssen, R. A. Transgenerační epigenetická dědičnost: mýty a mechanismy. Buňka 157, 95–109 (2014).

Law, J. A. & amp Jacobsen, S. E. Stanovení, udržování a modifikace vzorců methylace DNA v rostlinách a zvířatech. Nature Rev.Genet. 11, 204–220 (2010).

Gu, S. G. a kol. Amplifikace siRNA v Caenorhabditis elegans generuje methylační stopu histonového H3 lysinu 9 cílenou na transgenerační sekvenci. Nature Genet. 44, 157–164 (2012).

Slotkin, R. K. a kol. Epigenetické přeprogramování a malé umlčení RNA transponovatelných prvků v pylu. Buňka 136, 461–472 (2009). Ukazuje, že mobilní siRNA v rostlinách indukují umlčení transpozonů v příští generaci.

Calarco, J. P. a kol. Přeprogramování methylace DNA v pylu vede epigenetickou dědičnost prostřednictvím malé RNA. Buňka 151, 194–205 (2012).

Ibarra, C. A. a kol. Aktivní demetylace DNA v rostlinných doprovodných buňkách posiluje methylaci transposonu v gametách. Věda 337, 1360–1364 (2012).

Henderson, I. R. & amp Jacobsen, S. E. Epigenetická dědičnost v rostlinách. Příroda 447, 418–424 (2007).

Grant-Downton, R. a kol. Umělé mikroRNA odhalují buněčně specifické rozdíly v malé aktivitě RNA v pylu. Curr. Biol. 23, R599 – R601 (2013).

Siomi, M. C., Sato, K., Pezic, D. & amp Aravin, A. A. PIWI-interagující malé RNA: předvoj obrany genomu. Nature Rev.Mol. Cell Biol. 12, 246–258 (2011).

Das, P. P. a kol. Piwi a piRNA působí proti směru endogenní dráhy siRNA, aby potlačily mobilitu transpozonů Tc3 v Caenorhabditis elegans zárodečná linie. Mol. Buňka 31, 79–90 (2008).

Batista, P. J. a kol. PRG-1 a 21U-RNA interagují za vzniku komplexu piRNA potřebného pro plodnost v C. elegans. Mol. Buňka 31, 67–78 (2008).

Bagijn, M. P. a kol. Funkce, cíle a evoluce Caenorhabditis elegans piRNA. Věda 337, 574–578 (2012).

Luteijn, M. J. a kol. Extrémně stabilní umlčení genu indukované Piwi Caenorhabditis elegans. EMBO J. 31, 3422–3430 (2012).

Alcazar, R. M., Lin, R. & amp Fire, A. Z. Dynamika přenosu dědičného umlčení indukovaná dvouvláknovou RNA v Caenorhabditis elegans. Genetika 180, 1275–1288 (2008).

Zhuang, J. J., Banse, S. A. & amp Hunter, C. P. Nuclear argonaute NRDE-3 přispívá k tranzitivnímu RNAi v Caenorhabditis elegans. Genetika 194, 117–131 (2013).

Sarkies, P. & amp Miska, E. A. RNAi dráhy v rozpoznávání cizí RNA: antivirové reakce a interakce hostitel-parazit u nematodů. Biochem. Soc. Trans. 41, 876–880 (2013).

Sarkies, P. & amp Miska, E. A. Molekulární biologie. Existuje sociální RNA? Věda 341, 467–468 (2013).

Zong, J., Yao, X., Yin, J., Zhang, D. & amp Ma, H. Evoluce genů RNA-dependentní RNA polymerázy (RdRP): Duplikace a možné ztráty před a po divergenci hlavních eukaryotických skupin . Gen 447, 29–39 (2009).

Turchinovich, A., Weiz, L. & amp Burwinkel, B. Extracelulární miRNA: tajemství jejich původu a funkce. Trends Biochem. Sci. 37, 460–465 (2012).

Gibbings, D. J., Ciaudo, C., Erhardt, M. & amp Voinnet, O. Multivesikulární těla se spojují se složkami efektorových komplexů miRNA a modulují aktivitu miRNA. Nature Cell Biol. 11, 1143–1149 (2009).

Lee, Y. S. a kol. Umlčení malými RNA je spojeno s obchodováním s endosomy. Nature Cell Biol. 11, 1150–1156 (2009).

Gibbings, D. & amp Voinnet, O. Řízení umlčování RNA a lokalizace endolysosomy. Trends Cell Biol. 20, 491–501 (2010).

Yao, B., La, L. B., Chen, Y.-C., Chang, L.-J. & amp Chan, E. K. L. Definování nové role GW182 při udržování stability miRNA. Zástupce EMBO 13, 1102–1108 (2012).

Li, Y., Lu, J., Han, Y., Fan, X. & amp Ding, S. W. RNA interference interferencí funguje jako mechanismus antivirové imunity u savců. Věda 342, 231–234 (2013).

Maillard, P. V. a kol. Interference antivirové RNA v savčích buňkách. Věda 342, 235–238 (2013).

Shapiro, E., Biezuner, T. & amp Linnarsson, S. Jednobuněčné technologie založené na sekvenování způsobí revoluci ve vědě celého organismu. Nature Rev.Genet. 14, 618–630 (2013).

Okamura, K. & amp Lai, E. C. Endogenní malé interferující RNA u zvířat. Nature Rev.Mol. Cell Biol. 9, 673–678 (2008).

Hutvagner, G. & amp Simard, M. J. Argonaute proteiny: klíčoví hráči v umlčování RNA. Nature Rev.Mol. Cell Biol. 9, 22–32 (2008).

Pak, J. & amp Fire, A. Rozlišené populace primárních a sekundárních efektorů během RNAi v C. elegans. Věda 315, 241–244 (2007).

Olovnikov, I., Aravin, A. A. & amp Toth, K. F. Malá RNA v jádře: ping-pong RNA-chromatin. Curr. Opin. Genet. Dev. 22, 164–171 (2012).

Henderson, I. R. a kol. Pitvání Arabidopsis thaliana Funkce DICER při zpracování malé RNA, umlčování genů a vzorování methylace DNA. Nature Genet. 38, 721–725 (2006).

Xie, Z. a kol. Genetická a funkční diverzifikace malých RNA cest v rostlinách. PLoS Biol. 2, E104 (2004).

Zilberman, D. a kol. Role Arabidopsis ARGONAUTE4 v methylaci DNA řízené RNA spuštěné invertovanými opakováními. Curr. Biol. 14, 1214–1220 (2004).

Kasschau, K. D. a kol. Profilování a analýza celého genomu Arabidopsis siRNA. PLoS Biol. 5, e57 (2007).

Papp, I. a kol. Důkazy pro jaderné zpracování rostlinných mikro RNA a krátkých interferujících prekurzorů RNA. Plant Physiol. 132, 1382–1390 (2003).

Knight, S. W. & amp Bass, B. L. Role enzymu RNázy III DCR-1 při interferenci RNA a vývoji zárodečné linie v Caenorhabditis elegans. Věda 293, 2269–2271 (2001).

Ketting, R. F. a kol. Dicer funguje při interferenci RNA a při syntéze malé RNA zapojené do vývojového načasování v C. elegans. Genes Dev. 15, 2654–2659 (2001).

Sijen, T., Steiner, F. A., Thijssen, K. L. & amp Plasterk, R. H. A. Sekundární siRNA jsou výsledkem syntézy RNA bez přípravy a tvoří odlišnou třídu. Věda 315, 244–247 (2007).

Fischer, S. E. J. a kol. Helikáza ERI-6/7 působí v první fázi dráhy amplifikace siRNA, která se zaměřuje na nedávné duplikace genů. PLoS Genet. 7, e1002369 (2011).

Gent, J. I. a kol. Zřetelné fáze syntézy siRNA v endogenní dráze RNAi v C. elegans soma. Mol. Buňka 37, 679–689 (2010).

Jablonka, E. & amp Lamb, M. J. Soft inheritance: zpochybnění moderní syntézy. Genet. Mol. Biol. 31, 2 (2008).

Luna, E., Bruce, T. J. A., Roberts, M. R., Flors, V. & amp Ton, J. Systémová získaná rezistence nové generace. Plant Physiol. 158, 844–853 (2012).

Dowen, R. H. a kol. Rozšířená dynamická methylace DNA v reakci na biotický stres. Proč. Natl Acad. Sci. USA 109, E2183–2191 (2012).

Bond, D. M. & amp Baulcombe, D. C. Malé RNA a dědičná epigenetická variabilita v rostlinách. Trends Cell Biol. 24, 100–107 (2014).


Proč linearizační plazmidy činí transfekci stabilní? - (16. března 2005)

co skutečně činí transfekci stabilní nebo přechodnou?
Děkuji, pokud mi někdo odpoví.

přechodná transfekce je proces, při kterém dodáte plazmid do buněk a analyzujete situaci o dva nebo tři dny později.

Ale pokud chcete stabilní transfekci, musíte vybrat buňky, které mají ve svém genomu INTEGROVANÝ plazmid. Proto přidáte selekční tlak v médiích a buňkách, které nejsou předmětem zájmu, umírají.

Obecně lidé před transfekcí nelinearizují plazmid. Pokud však chcete větší bezpečnost ohledně místa, kde je plazmid v buňce otevřen (krok nezbytný pro integraci do genomu, plazmid lze linearizovat.

upřímně, nelinearizuji pokaždé před transfekcí.

Abychom dále pokračovali v této diskusi, velikost plazmidu může ovlivnit účinnost transfekce, což má důsledky pro vytváření stabilních buněčných linií.

Chcete -li získat dobrou referenci, podívejte se na Výzkum nukleových kyselin článek Kreiss et al, který zkoumá tento jev na http://nar.oupjournals.org/cgi/content/full/27/19/3792

(Poznámka: Tento článek také odkazuje na pozorování týkající se úrovně genové exprese dosažené pomocí superšpirálové vs. linearizované DNA.)

"Luciferázové aktivity měřené v transfekovaných HeLa buňkách (obr. 5) byly závislé na velikosti plazmidové DNA, buď superšroubovice, nebo linearizované." Topologie transfekovaných molekul DNA tedy určuje úroveň genové exprese, ale malé molekuly DNA mají vyšší účinnost transfekce než větší. Vyšší účinnost transfekce malých plazmidů ve srovnání s většími plazmidy může být způsobena rozdíly v kroku procesu transfekce, ke kterému dochází po internalizaci částic. Szoka a kol. (29) nedávno navrhli, že endocytóza komplexů kationtový lipid -DNA destabilizuje endozomální membránu, což má za následek vytlačení kationtového lipidu z DNA a následné uvolnění DNA v cytoplazmě. Behr a kol. (30) rovněž předpokládal, že se DNA uvolňuje z kationtových lipidů v cytoplazmě mícháním lipidů a kompetitivní výměnou s aniontovými polymery, jako je cytoplazmatická mRNA. Na základě těchto zpráv navrhujeme, aby velikost DNA odpovídala buď za mechanismus uvolňování DNA z kationtových lipidů, nebo za intracelulární migraci DNA z cytoplazmy do jádra nebo za obojí. & quot

Díky moc ! Ačkoli jsem před transfekcí do embryonálních kmenových buněk linearizoval plazmidy, mnoho získaných klonů právě uhynulo v pasážích č. 3-10. Vzal jsem jeden klon a rozdělil se na dvě kultury, jednu s a jednu bez selekčního antibiotika (puromycin). Kultura bez puromycinu rychle proliferovala, ale kultura s puromycinem zanikla. Takže nevím, proč i když mám linearizované plazmidy, většina transfektantů není stabilní? Je možné, že se moje buňky pokusí zbavit integrovaných genů?

Ahoj
pokud vaše buňky s puromycinem zemřou, protože neintegrovaly gen. Možná je můžete nechat integrovat gen na delší dobu (dva/tři dny)?

Provedl jsem transfekci elektroporací a o 1 den později jsem přidal selektinové médium. Po 7 dnech se objevily viditelné klony a vzal jsem tyto klony pro normální buněčnou kulturu ES, abych odebral vzorky k analýze a nechal buňky v mrazáku. Více klonů zemřelo, když jsem vybral s vysokou koncentrací puromycinu ! Mimochodem mám další otázku. Může mít zvýšený selekční tlak co do činění s vyšším vyjádřením POI? Protože mohu detekovat mRNA GOI, ale nemohu detekovat protein pomocí WB, někdo mi poradil, abych zvýšil koncentraci puromycinu. Nerozumím zdůvodnění tohoto.

Děkuji moc za pravidelné odpovědi !
Čt

mmmh, doufám, že GOI a POI jsou pro gen / protein zájmu

protože puromycin a GOI nejsou pod stejným promotorem, neexistuje žádná přímá relace mezi těmito dvěma transkripčními aktivitami. Mimochodem, překlady nejsou přímo propojeny.
Zvýšením koncentrace puromycinu vyberete buňky, které mají vysokou expresi puromycinového genu. Ale nemůžete se dotknout výrazu GOI. Vše, co získáte, je, že umírá více klonů a žádný vliv na POI (nedetekován ve WB, že?)
Jaký je váš promotér?


Nabídka produktů miRNA Resarch

Je zcela zřejmé, že výzkum miRNA je velkým příslibem a může být páteří mnoha nejmodernějších lékařských terapií zítřka. To keep up with the growing interest in miRNA, we have made a strong commitment to this rapidly developing area of research and is in the process of developing a comprehensive product portfolio to our customers including miRNA isolation, amplification, profiling, and functional analysis. The mirPremier microRNA Isolation Kit complements the already robust MISSION ® RNAi product line which includes a broad choice of MISSION ® siRNA, MISSION ® miRNA mimics and shRNA products and services such as libraries, mRNA detection reagents, antibodies and AQUA™ peptides for protein level detection. An entire workflow of supporting reagents including cell culture, cell biology compounds and assays, transfection reagents, and much more).


Nanoparticles used to transport anti-cancer agent to cells

Cells with MOFs carrying siRNA. Credit: University of Cambridge

Scientists from the University of Cambridge have developed a platform that uses nanoparticles known as metal-organic frameworks to deliver a promising anti-cancer agent to cells.

Research led by Dr. David Fairen-Jimenez, from the Cambridge Department of Chemical Engineering and Biotechnology, indicates metal-organic frameworks (MOFs) could present a viable platform for delivering a potent anti-cancer agent, known as siRNA, to cells.

Small interfering ribonucleic acid (siRNA), has the potential to inhibit overexpressed cancer-causing genes, and has become an increasing focus for scientists on the hunt for new cancer treatments.

Fairen-Jimenez's group used computational simulations to find a MOF with the perfect pore size to carry an siRNA molecule, and that would breakdown once inside a cell, releasing the siRNA to its target. Their results were published today in Cell Press journal, Chem.

Some cancers can occur when specific genes inside cells cause over-production of particular proteins. One way to tackle this is to block the gene expression pathway, limiting the production of these proteins.

SiRNA molecules can do just that—binding to specific gene messenger molecules and destroying them before they can tell the cell to produce a particular protein. This process is known as 'gene knockdown'. Scientists have begun to focus more on siRNAs as potential cancer therapies in the last decade, as they offer a versatile solution to disease treatment—all you need to know is the sequence of the gene you want to inhibit and you can make the corresponding siRNA that will break it down. Instead of designing, synthesising and testing new drugs—an incredibly costly and lengthy process—you can make a few simple changes to the siRNA molecule and treat an entirely different disease.

One of the problems with using siRNAs to treat disease is that the molecules are very unstable and are often broken down by the cell's natural defence mechanisms before they can reach their targets. SiRNA molecules can be modified to make them more stable, but this compromises their ability to knock down the target genes. It's also difficult to get the molecules into cells—they need to be transported by another vehicle acting as a delivery agent.

Crystalline metal-organic framework. Credit: David Fairen-Jimenez

The Cambridge researchers have used a special nanoparticle to protect and deliver siRNA to cells, where they show its ability to inhibit a specific target gene.

Fairen-Jimenez leads research into advanced materials, with a particular focus on MOFs: self-assembling 3-D compounds made of metallic and organic building blocks connected together.

There are thousands of different types of MOFs that researchers can make—there are currently more than 84,000 MOF structures in the Cambridge Structural Database with 1000 new structures published each month—and their properties can be tuned for specific purposes. By changing different components of the MOF structure, researchers can create MOFs with different pore sizes, stabilities and toxicities, enabling them to design structures that can carry molecules such as siRNAs into cells without harmful side effects.

"With traditional cancer therapy if you're designing new drugs to treat the system, these can have different behaviours, geometries, sizes, and so you'd need a MOF that is optimal for each of these individual drugs," says Fairen-Jimenez. "But for siRNA, once you develop one MOF that is useful, you can in principle use this for a range of different siRNA sequences, treating different diseases."

"People that have done this before have used MOFs that don't have a porosity that's big enough to encapsulate the siRNA, so a lot of it is likely just stuck on the outside," says Michelle Teplensky, former Ph.D. student in Fairen-Jimenez's group, who carried out the research. "We used a MOF that could encapsulate the siRNA and when it's encapsulated you offer more protection. The MOF we chose is made of a zirconium based metal node and we've done a lot of studies that show zirconium is quite inert and it doesn't cause any toxicity issues."

Using a biodegradable MOF for siRNA delivery is important to avoid unwanted build-up of the structures once they've done their job. The MOF that Teplensky and team selected breaks down into harmless components that are easily recycled by the cell without harmful side effects. The large pore size also means the team can load a significant amount of siRNA into a single MOF molecule, keeping the dosage needed to knock down the genes very low.

"One of the benefits of using a MOF with such large pores is that we can get a much more localised, higher dose than other systems would require," says Teplensky. "SiRNA is very powerful, you don't need a huge amount of it to get good functionality. The dose needed is less than 5% of the porosity of the MOF."

Credit: University of Cambridge

A problem with using MOFs or other vehicles to carry small molecules into cells is that they are often stopped by the cells on the way to their target. This process is known as endosomal entrapment and is essentially a defence mechanism against unwanted components entering the cell. Fairen-Jimenez's team added extra components to their MOF to stop them being trapped on their way into the cell, and with this, could ensure the siRNA reached its target.

The team used their system to knock down a gene that produces fluorescent proteins in the cell, so they were able to use microscopy imaging methods to measure how the fluorescence emitted by the proteins compared between cells not treated with the MOF and those that were. The group made use of in-house expertise, collaborating with super-resolution microscopy specialists Professors Clemens Kaminski and Gabi Kaminski-Schierle, who also lead research in the Department of Chemical Engineering and Biotechnology.

Using the MOF platform, the team were consistently able to prevent gene expression by 27%, a level that shows promise for using the technique to knock down cancer genes.

Fairen-Jimenez believes they will be able to increase the efficacy of the system and the next steps will be to apply the platform to genes involved in causing so-called hard-to-treat cancers.

"One of the questions we get asked a lot is 'why do you want to use a metal-organic framework for healthcare?', because there are metals involved that might sound harmful to the body," says Fairen-Jimenez. "But we focus on difficult diseases such as hard-to-treat cancers for which there has been no improvement in treatment in the last 20 years. We need to have something that can offer a solution just extra years of life will be very welcome."

The versatility of the system will enable the team to use the same adapted MOF to deliver different siRNA sequences and target different genes. Because of its large pore size, the MOF also has the potential to deliver multiple drugs at once, opening up the option of combination therapy.


Sperm Are Highly Adapted for Delivering Their DNA to an Egg

Typical sperm are “stripped-down” cells, equipped with a strong flagellum to propel them through an aqueous medium but unencumbered by cytoplasmic organelles such as ribosomes, endoplasmic reticulum, or Golgi apparatus, which are unnecessary for the task of delivering the DNA to the egg. Sperm, however, contain many mitochondria strategically placed where they can most efficiently power the flagellum. Sperm usually consist of two morphologically and functionally distinct regions enclosed by a single plasma membrane: the tail, which propels the sperm to the egg and helps it to burrow through the egg coat, and the head, which contains a condensed haploid nucleus (Figure 20-25). The DNA in the nucleus is extremely tightly packed, so that its volume is minimized for transport, and transcription is shut down. The chromosomes of many sperm have dispensed with the histones of somatic cells and are packed instead with simple, highly positively charged proteins called protamines.

Figure 20-25

A human sperm. It is shown in longitudinal section.

In the head of most animal sperm, closely apposed to the anterior end of the nuclear envelope, is a specialized secretory vesicle called the acrosomal vesicle (see Figure 20-25). This vesicle contains hydrolytic enzymes that may help the sperm to penetrate the egg's outer coat. When a sperm contacts an egg, the contents of the vesicle are released by exocytosis in the so-called acrosome reaction in some sperm, this reaction also exposes or releases specific proteins that help bind the sperm tightly to the egg coat.

The motile tail of a sperm is a long flagellum, whose central axoneme emanates from a basal body situated just posterior to the nucleus. As described in Chapter 16, the axoneme consists of two central singlet microtubules surrounded by nine evenly spaced microtubule doublets. The flagellum of some sperm (including those of mammals) differs from other flagella in that the usual 9 + 2 pattern of the axoneme is further surrounded by nine outer dense fibers (Figure 20-26). These dense fibers are stiff and noncontractile, and it is not known what role they have in the active bending of the flagellum, which is caused by the sliding of adjacent microtubule doublets past one another. Flagellar movement is driven by dynein motor proteins, which use the energy of ATP hydrolysis to slide the microtubules, as discussed in Chapter 16. The ATP is generated by highly specialized mitochondria in the anterior part of the sperm tail (called the midpiece), where the ATP is needed (see Figures 20-25 and 20-26).

Figure 20-26

Drawing of the midpiece of a mammalian sperm as seen in cross section in an electron microscope. The core of the flagellum is composed of an axoneme surrounded by nine dense fibers. The axoneme consists of two singlet microtubules surrounded by nine microtubule (more. )


Remarkable RNA: Tales of a Genetic Messenger

RNA is best known as a messenger that carries genetic information, but this versatile molecule is involved in many other essential cellular functions, as well. Here’s a quick rundown of the types of RNA that scientists are discovering and learning more about with funding from the National Institutes of Health.

The Translators

These RNAs are involved in the fundamental process of translation, when the information in our genes is decoded and used to produce proteins.

Messenger RNA, or mRNA, transfers information held in genes to the ribosome, where cellular proteins are made. Each of our cells carries tens of thousands of different mRNAs, which give rise to a broad array of proteins.

Ribosomal RNA, or rRNA, is a part of the ribosome that plays a direct role in linking protein building blocks called amino acids. Humans have four kinds of rRNAs.

Transfer RNA, or tRNA, decodes the genetic information held in the mRNA and helps add amino acids to a growing protein chain. Scientists estimate that human cells have more than 500 different tRNAs.

The Regulators

Despite their small size, these RNAs have a huge impact on controlling the patterns of gene activity in our cells.

Small interfering RNA, or siRNA, is a piece of RNA that the cell snips from an invading virus or other threat and then uses to seek out and destroy the potentially deadly intruder. Because of their ability to target and inactivate specific segments of RNA, siRNAs have also become a powerful research tool for learning more about how genes function.

MicroRNA, or miRNA, is a tiny piece of cellular RNA that regulates protein production by binding to mRNA and blocking its ability to function. Scientists have uncovered hundreds of miRNAs in humans, and they estimate that miRNAs regulate more than half of our protein-coding genes.

Piwi-interacting RNA, or piRNA, is largely restricted to egg and sperm cells, unlike siRNA and miRNA, which function in many cell types. piRNAs help ensure the integrity of the important pool of DNA that gets transmitted to future generations by blocking roving genetic elements that can jump into genes and cause mutations.

Long intervening noncoding RNA, or lincRNA, appears to function as a scaffold for coordinating the activities of proteins that regulate gene activities. More than 8,000 lincRNAs are encoded in human DNA.

The Processors

Many RNA molecules need to be cut, pasted, trimmed or chemically modified before they can function. These RNAs are involved in processing other types of RNA, including many of the ones mentioned above, into their final forms.

Small nuclear RNA, or snRNA, teams up with a host of proteins to form the spliceosome, a complex that snips out extraneous segments of mRNA to make a fully functional molecule that can then code for a protein. Humans have five snRNAs, each with its own role in the process.

Small nucleolar RNA, or snoRNA, identifies the rRNA targets for the addition of a chemical group or for rearrangement. The modifications produce a functional rRNA molecule that works in the ribosome.

M1 RNA helps clip tRNAs in bacteria so that these molecules can decode genetic information. Its discovery made it a &ldquocelebrity&rdquo in the RNA world because it was the first time researchers had found evidence that RNA could act as a catalyst that controls and directs cellular functions. The scientist who made this discovery, Sidney Altman, won a Nobel Prize in 1989 along with Thomas Cech, who independently uncovered evidence for catalytic activity in RNA when he discovered a self-splicing RNA molecule.

Research on these and other RNAs has led scientists to a broader understanding of RNA’s critical role in many important cellular processes and of how impairments in these processes can lead to disease. Scientists are also harnessing RNA as a research tool and as the basis for new therapies for infections, cancer and other conditions.


Podívejte se na video: ROSTLINNÁ a ŽIVOČIŠNÁ buňka. JEDNOBUNĚČNÉ a MNOHOBUNĚČNÉ organizmy. Kolonie. Životní projevy buňky (Leden 2022).